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TECNOCIENCIA CHIHUAHUA, Vol. XX (2026): enero-diciembre, e2160
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ISSN-e: 2683-3360
Artículo de Revisión
Factores importantes para la expresión de proteínas
recombinantes en Escherichia coli: una revisión
Important factors involved in the expression of recombinant proteins
in Escherichia coli: a review
*Correspondencia: Correo electrónico: aralopez@uv.mx (Aracely López-Monteon)
DOI: https://doi.org/10.54167/tch.v20i1.2160
Recibido: 23 de noviembre de 2025; Aceptado: 18 de mayo de 2026
Publicado por la Universidad Autónoma de Chihuahua, a través de la Dirección de Investigación y Posgrado.
Editora de Sección: Dra. Susana Aideé González-Chávez
Resumen
El sistema de expresión en Escherichia coli se mantiene como el más utilizado para la producción de
proteínas recombinantes debido a su bajo costo, su rápido crecimiento a alta densidad celular, su
genética ampliamente caracterizada y la disponibilidad de múltiples herramientas que permiten
alcanzar altos niveles de expresión heteróloga. No obstante, este sistema presenta limitaciones
importantes, como la formación de cuerpos de inclusión, la ausencia de modificaciones
postraduccionales, las dificultades en la correcta formación de enlaces disulfuro y los bajos
rendimientos en la expresión de proteínas tóxicas o de membrana. Para superar estas limitaciones,
se han desarrollado estrategias que incluyen el uso de cepas y vectores modificados genéticamente.
En este contexto, se realizó una revisión bibliográfica orientada por la siguiente pregunta: ¿qué
factores influyen en la expresión de proteínas recombinantes en Escherichia coli? La búsqueda se
realizó en PubMed, Scopus, Web of Science y Google Scholar. Se incluyeron artículos en inglés y
español publicados entre 2015 y 2026, correspondientes a estudios originales y revisiones; se
excluyeron publicaciones fuera de este periodo, en otros idiomas o sin acceso a texto completo. En
conjunto, esta revisión aborda los principales factores y estrategias para optimizar la expresión de
proteínas heterólogas en sistemas procariotas.
Palabras clave: E. coli, proteínas recombinantes, plásmido, ADN
Diana Lizzet Murrieta-León1,2, Angel Ramos-Ligonio2, y Aracely López-Monteon2*
1 Doctorado en Ciencias Biomédicas, Centro de Investigaciones Biomédicas, Universidad Veracruzana,
Xalapa, Veracruz, México
2 LADISER Inmunología y Biología Molecular, Facultad de Ciencias Químicas, Universidad Veracruzana,
Orizaba, Veracruz, México
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Abstract
The Escherichia coli expression system remains the most widely used for recombinant protein
production due to its low cost, rapid growth at high cell density, extensive genetic characterization,
and the availability of multiple tools that enable high levels of heterologous expression. However,
this system has significant limitations, including the formation of inclusion bodies, the absence of
post-translational modifications, difficulties in forming disulfide bonds correctly, and low yields in
the expression of toxic or membrane proteins. To overcome these limitations, strategies have been
developed that include the use of genetically modified strains and vectors. In this context, a literature
review was conducted guided by the question: what factors influence the expression of recombinant
proteins in Escherichia coli? The search was carried out in PubMed, Scopus, Web of Science and Google
Scholar. Articles in English and Spanish published between 2015 and 2026 were included,
corresponding to original studies and reviews; publications outside this period, in other languages
or without access to full text, were excluded. Therefore, this review addresses the main factors and
strategies for optimizing the expression of heterologous proteins in prokaryotic systems.
Keywords: E. coli, recombinant proteins, plasmid, DNA
1. Introducción
Las proteínas son biomoléculas importantes que desempeñan diversas funciones en los
sistemas biológicos, desde las enzimáticas hasta las de transporte, homeostáticas y estructurales. El
estudio de estas y sus diferentes aplicaciones biotecnológicas solía ser una actividad complicada, ya
que, para su obtención, se utilizaban fuentes naturales que dificultaban los procesos de extracción y
purificación, lo que daba lugar a bajos rendimientos (Ojima-Kato, 2025). Sin embargo, a principios
de la década de 1970, Herbert Boyer y Stanley Cohen desarrollaron la tecnología del ADN
recombinante, que revolucionó los procesos de clonación y expresión génica, permitiendo la
obtención de proteínas recombinantes (PR) de interés biológico en cantidades suficientes para su
estudio y aplicación en diversos sectores, como la biomedicina, la industria farmacéutica y la
química. La insulina fue el primer producto terapéutico obtenido mediante la tecnología de ADN
recombinante para tratar la diabetes (Home, 2021; Yang et al., 2025). En 1980, la Administración de
Alimentos y Medicamentos (FDA, por sus siglas en inglés) aprobó el uso clínico de la insulina
recombinante para el tratamiento de la diabetes, lo que abrió nuevas oportunidades para el
desarrollo de PR con fines terapéuticos (İncir y Kaplan, 2025). Desde entonces, se han desarrollado
diferentes productos biotecnológicos con fines terapéuticos como la hormona del crecimiento
humana, el interferón humano y el factor VIII antihemofílico, utilizando como células huésped tanto
eucariotas como procariotas (Ouyang et al., 2025; Yang et al., 2025).
Actualmente, los sistemas de expresión más utilizados para la producción de PR incluyen huéspedes
procariotas, como las bacterias Bacillus subtilis (B. subtilis) y Escherichia coli (E. coli), así como sistemas
eucariotas, como las levaduras Saccharomyces cerevisiae (S. cerevisiae) y Komagataella phaffii (antes
Pichia pastoris). A pesar de esta diversidad, E. coli continúa siendo la célula huésped más empleada
debido a sus múltiples ventajas, entre las que destacan su rápido crecimiento en fuentes de carbono
de bajo costo, su facilidad de manipulación genética y el amplio conocimiento de su biología
molecular y bioquímica. Además, se dispone de una amplia variedad de promotores, vectores y
cepas bacterianas genéticamente modificadas que favorecen la producción de PR solubles y
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biológicamente activas (Herynek et al., 2025). Sin embargo, la principal limitación de este sistema es
la ausencia de modificaciones postraduccionales, como la glicosilación, lo que puede dar lugar a
proteínas mal plegadas (Chen et al., 2025). Ahora bien, uno de los principales desafíos asociados al
uso de sistemas procariotas basados en E. coli es la sobreexpresión de proteínas heterólogas, que con
frecuencia conduce a la formación de cuerpos de inclusión (inclusion bodies, IB). Estas estructuras
corresponden a agregados proteicos densos e insolubles que se acumulan en el citoplasma bacteriano
como consecuencia de un plegamiento inadecuado (Kimura et al., 2025). La presencia de IB complica
significativamente los procesos de recuperación y purificación de la proteína de interés, ya que
requiere etapas adicionales de solubilización, desnaturalización y replegamiento in vitro. Sin
embargo, estos procesos suelen ser ineficientes y, en muchos casos, se traducen en una pérdida
parcial o total de la actividad biológica de la PR (de Marco, 2025). No obstante, estas limitaciones
pueden mitigarse mediante la optimización de diversos parámetros que abarcan desde la selección
de la célula huésped hasta el ajuste de las condiciones de crecimiento y expresión. En este sentido,
resulta fundamental considerar factores como la composición del medio de cultivo, el tipo y la
concentración del agente inductor, el tiempo de inducción y la temperatura de expresión. Asimismo,
en el diseño de la construcción génica, es importante seleccionar adecuadamente el vector de
expresión y evaluar el uso de proteínas de fusión que faciliten tanto la expresión como la purificación
de la PR. Por lo tanto, en la presente revisión se describen las características de E. coli como célula
huésped, así como el impacto de los distintos parámetros involucrados en la expresión heteróloga
de las PR en este sistema procariota, además de las estrategias desarrolladas para optimizar su
producción (Ojima-Kato, 2025).
A pesar de su uso extendido como plataforma de expresión, E. coli continúa enfrentando limitaciones
significativas en el plegamiento proteico, la ausencia de modificaciones postraduccionales y la baja
capacidad predictiva para la expresión heteróloga. Asimismo, la creciente complejidad de las PR de
interés biomédico ha puesto de manifiesto la necesidad de transitar de enfoques empíricos a
estrategias más racionales e integrativas, que incorporen herramientas de biología sintética e
inteligencia artificial (Yang et al., 2025). En este contexto, resulta necesaria una revisión crítica que
analice tanto las limitaciones persistentes como las nuevas aproximaciones orientadas a optimizar
este sistema de expresión.
En el presente trabajo se realizó una revisión bibliográfica de tipo narrativo, con un enfoque
sistemático, con el objetivo de identificar y analizar los principales factores que influyen en la
expresión de PR en E. coli. La revisión se estructuró en torno a la siguiente pregunta de investigación:
¿Cuáles son los principales factores que afectan la eficiencia de la expresión de proteínas
recombinantes en E. coli y cómo inciden en la solubilidad y el rendimiento proteico?
La búsqueda bibliográfica se realizó en las bases de datos PubMed, Scopus, Web of Science y Google
Scholar. Se emplearon palabras clave en inglés, incluyendo: "recombinant protein expression",
"Escherichia coli", "protein solubility", "codon usage", "expression systems", "protein folding" e
"inclusion bodies". La estrategia de búsqueda general se construyó mediante operadores booleanos
como AND/OR ("recombinant protein expression" AND "Escherichia coli") AND ("protein solubility"
OR "inclusion bodies" OR "protein folding") AND ("codon usage" OR "expression optimization" OR
"expression systems"), con ajustes específicos según la sintaxis de cada base de datos.
Se incluyeron artículos publicados en los últimos diez años (2015–2026), en inglés o español, excepto
los artículos seminales necesarios para contextualizar, correspondientes a artículos originales y
revisiones científicas enfocados en la expresión de proteínas recombinantes en E. coli. Se excluyeron
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estudios fuera de este periodo, en otros idiomas, resúmenes sin acceso a texto completo y aquellos
centrados exclusivamente en otros sistemas de expresión sin análisis comparativo.
2. Proteínas recombinantes: componentes principales y aplicaciones
biotecnológicas
Se denominan proteínas recombinantes (PR) a las proteínas expresadas en sistemas
heterólogos, es decir, en organismos distintos del de su origen. La selección de la célula huésped
depende de la complejidad y de las características de la proteína en cuestión (Schütz et al., 2023).
La expresión de proteínas en sistemas heterólogos tiene como objetivo producir a gran escala
proteínas correctamente plegadas, solubles y con actividad biológica. Las PR se utilizan como base
para la obtención de productos biofarmacéuticos, tales como anticuerpos monoclonales, proteínas de
fusión, hormonas, vacunas, factores de coagulación, enzimas y péptidos, entre otros, por lo que se
consideran fundamentales en el tratamiento de enfermedades importantes (Luo et al., 2025). Según
reportes de mercado, el sector de las PR ha mostrado un crecimiento sostenido impulsado por su
amplia aplicación en la industria biofarmacéutica, el desarrollo de biológicos y la investigación
biomédica (Ojima-Kato, 2025).
La producción de PR depende fundamentalmente de la interacción entre dos componentes clave: la
célula huésped y el vector de expresión. La compatibilidad entre ambos es esencial para garantizar
el adecuado reconocimiento de los elementos regulatorios del vector por parte de la maquinaria
celular de la célula huésped, lo que permite la correcta replicación del material genético, así como la
eficiente transcripción y traducción del gen de interés. En este contexto, factores como el origen de
replicación, los promotores, los sitios de unión al ribosoma y las señales de terminación deben
optimizarse y adaptarse al sistema huésped para maximizar la eficiencia de expresión y la producción
de la proteína recombinante (Pouresmaeil y Azizi‐Dargahlou, 2023).
2.1 Célula huésped
La selección de la célula huésped representa un paso crítico en la expresión de PR, ya que
determina en gran medida la eficiencia y la calidad de la proteína final. Esta elección depende de
múltiples factores, entre ellos el costo de producción, la fuente del gen heterólogo, la aplicación
biotecnológica de la proteína, las características de la célula huésped y, principalmente, la
complejidad estructural de la proteína recombinante objetivo (Eastwood et al., 2023). Durante
muchos años se han utilizado células eucariotas y procariotas como sistemas de expresión de PR. Los
sistemas eucariotas se utilizan principalmente para proteínas de mayor tamaño y complejidad
estructural (>50 kDa). Estos sistemas comprenden microorganismos como los hongos filamentosos,
levaduras, células de insecto, células de mamíferos y células vegetales. Entre ellos, las levaduras S.
cerevisiae y K. phaffii representan alternativas debido a su bajo costo de producción, a su alta tasa de
crecimiento y a la ausencia de endotoxinas, además de su capacidad para realizar modificaciones
postraduccionales importantes en la producción de PR con fines biotecnológicos (Barone et al., 2023;
Yang et al., 2024; Under y Dagci, 2024).
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Por otro lado, las células de mamífero como CHO y HEK293 son consideradas como el estándar para
la producción de proteínas terapéuticas, ya que permiten una glicosilación similar a la humana. Sin
embargo, presentan limitaciones asociadas a su lento crecimiento, elevado costo y variabilidad en la
calidad del producto final (Hu et al., 2018; Tihanyi y Nyitray, 2020; Fu et al., 2024), estas limitaciones
se pueden superar utilizando cepas de K. phaffii como SuperMan5 debido a diversas ventajas en
términos de eficiencia, costo y escalabilidad. En primer lugar, K. phaffii presenta un crecimiento
rápido y puede alcanzar densidades celulares altas en medios de cultivo relativamente simples y de
bajo costo, lo que reduce significativamente los costos de producción en comparación con los sistemas
basados en células CHO, que requieren medios de cultivo complejos y condiciones de cultivo más
estrictas. Además, este sistema permite alcanzar altos niveles de expresión de PR y una secreción
eficiente hacia el medio extracelular, lo que facilita su recuperación y purificación. A diferencia de las
bacterias, K. phaffii es un organismo eucariota capaz de realizar ciertas modificaciones
postraduccionales, como la formación de enlaces disulfuro y la glicosilación, lo cual resulta esencial
para la producción de proteínas funcionales (Vijayakumar y Venkataraman, 2024).
Para la producción de proteínas de menor tamaño (<30 kDa), los sistemas procariotas, como las
bacterias E. coli y B. subtilis, han sido ampliamente utilizados. No obstante, presentan diversas
limitaciones, entre las que destacan la ausencia de modificaciones postraduccionales, como la
glicosilación, la dificultad para expresar proteínas tóxicas y la formación de cuerpos de inclusión
derivados de un plegamiento proteico inadecuado (Rosano et al., 2019; Beygmoradi et al., 2023; Jiang
et al., 2024). El sistema de B. subtilis ofrece ventajas como la ausencia de membrana externa y
lipopolisacáridos (LPS), también llamados endotoxinas, lo que facilita el proceso de secreción de PR;
además, B. subtilis es considerada segura por la FDA de acuerdo con el estatus de Generalmente
Reconocido como Seguro (GRAS) (Cai et al., 2019; Neef et al., 2021; Nguyen y Phan, 2022; Gan et al.,
2025).
La selección inadecuada de la célula huésped puede comprometer tanto el rendimiento como la
calidad del producto final. Entre las principales consecuencias se incluyen el plegamiento incorrecto
de la proteína, la formación de agregados insolubles, la ausencia o la alteración de modificaciones
postraduccionales y, en consecuencia, la pérdida de actividad biológica. Asimismo, ciertos sistemas
pueden resultar ineficientes para la expresión de proteínas complejas, de membrana o
potencialmente tóxicas, lo que limita su aplicabilidad biotecnológica.
En sistemas procariotas como E. coli, uno de los principales desafíos asociados a la sobreexpresión de
proteínas heterólogas es la formación de IB, que corresponden a agregados proteicos densos e
insolubles derivados de un plegamiento inadecuado. Si bien estos agregados pueden proteger a la
proteína de la degradación proteolítica, su presencia dificulta la obtención de una proteína funcional.
Para abordar estas limitaciones, se han desarrollado diversas estrategias orientadas tanto a prevenir
la formación de IB como a recuperar proteínas funcionales a partir de ellos. Entre las estrategias
preventivas destacan la optimización de las condiciones de expresión (temperatura, concentración
del inductor y velocidad de síntesis proteica), el uso de cepas modificadas, la expresión de
chaperonas y el uso de proteínas de fusión que favorecen la solubilidad. Por otro lado, las estrategias
de recuperación incluyen el uso de agentes desnaturalizantes (como urea o guanidina), seguidas de
protocolos de replegamiento controlado que buscan restaurar la conformación nativa de la proteína.
A pesar de estas limitaciones, E. coli continúa siendo una de las plataformas más utilizadas por su
versatilidad y capacidad para expresar proteínas que, en otros sistemas, pueden resultar difíciles de
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producir. Su rápida tasa de crecimiento, facilidad de manipulación genética y alto rendimiento de
expresión la convierten en una herramienta fundamental, particularmente en etapas iniciales de
producción y en aplicaciones en las que no se requieren modificaciones postraduccionales complejas.
En contraste, sistemas eucariotas como levaduras o células de mamíferos ofrecen ventajas en
términos de procesamiento postraduccional, pero implican mayores costos y complejidad operativa,
lo que resalta la importancia de una selección racional del sistema de expresión en función de las
características específicas de la proteína de interés.
2.2 Vector plasmídico
Se denomina vector plasmídico a una molécula circular de ADN diseñada para integrar en su
secuencia un gen que codifica una proteína de interés. Los vectores plasmídicos son diseñados con la
finalidad de que el gen sea traducido en una proteína y que tengan la capacidad de replicarse de
manera independiente dentro de la célula huésped (Cantoia et al., 2021; Eskandari et al., 2024).
En los últimos años, E. coli se ha consolidado como uno de los sistemas más utilizados para la
producción de PR. En este contexto, los vectores de expresión desempeñan un papel central en la
eficiencia del proceso, en particular mediante la selección del promotor, el origen de replicación y la
arquitectura del constructo. Los sistemas basados en el promotor T7, como la familia pET, continúan
siendo el estándar de referencia por su capacidad para alcanzar niveles muy altos de expresión; sin
embargo, esta sobreexpresión a menudo se asocia con la formación de IB y con problemas de
plegamiento proteico (Herynek et al., 2025; de Marco, 2025). En contraste, sistemas como pBAD
permiten un control más fino y gradual de la expresión mediante la inducción con arabinosa, lo cual
resulta particularmente útil para proteínas potencialmente tóxicas o difíciles de expresar, aunque a
expensas de un menor rendimiento global (İncir y Kaplan, 2024). Asimismo, los vectores basados en
promotores híbridos, como tac o trc, ofrecen un equilibrio intermedio entre nivel de expresión y
control, aunque presentan niveles basales de transcripción que pueden afectar la estabilidad celular
(Jayakrishnan et al., 2024).
Por otro lado, el uso de etiquetas de fusión, como GST, MBP o His-tag, ha demostrado ser una
estrategia efectiva para mejorar la solubilidad y facilitar la purificación de PR, mitigando
parcialmente los problemas asociados a la agregación (Chen et al., 2025). Adicionalmente, la
estabilidad plasmídica y el número de copias, determinados por el origen de replicación, influyen
directamente en la carga metabólica de la célula huésped y, en consecuencia, en el rendimiento del
sistema, por lo que los vectores de bajo número de copias son una alternativa relevante para la
expresión de proteínas tóxicas (Zainuddin et al., 2026). En conjunto, la evidencia reciente sugiere que
no existe un sistema universalmente óptimo, sino que la selección del vector debe ajustarse de manera
específica a las características de la proteína de interés, considerando un equilibrio entre el nivel de
expresión, la solubilidad, la estabilidad y la viabilidad celular (de Marco, 2025; Oscorbin et al., 2025).
En la tabla 1 se describen los principales vectores plasmídicos utilizados para la expresión de PR en
E. coli.
En la Fig. 1 se muestra la estructura común de un vector de expresión, constituido por un promotor,
un origen de replicación, un sitio de clonación múltiple (MCS, por sus siglas en inglés), una secuencia
que codifica para etiquetas de afinidad o fusión, un gen marcador de selección (resistencia a un
antibiótico), una secuencia terminadora y una secuencia para la eliminación de la etiqueta de fusión
(Chen et al., 2024; Eskandari et al., 2024).
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Figura 1. Componentes principales de un vector de expresión de E. coli. Creada en BioRender.
https://BioRender.com/8efxv2p
Figure 1. Main components of an E. coli expression vector. Created with BioRender.
https://BioRender.com/8efxv2p
Cada uno de los componentes que constituyen el vector de expresión modulan la eficiencia de la
expresión de PR en sistemas procariotas como el de E. coli. Por ello, resulta importante comprender
a detalle la función de cada componente del vector; en la Tabla 2 se describen brevemente las
características de estos componentes (Lozano Terol et al., 2021).
Aunque los vectores de expresión han demostrado ser herramientas esenciales para la producción de
proteínas recombinantes, aún persisten limitaciones que afectan tanto la eficiencia como la
funcionalidad de las proteínas obtenidas. Entre los principales avances destacan la incorporación de
promotores regulables, secuencias de optimización de codones y etiquetas de solubilización, lo que
ha favorecido la estabilidad y el rendimiento de las proteínas en huéspedes bacterianos. Sin embargo,
su eficiencia depende de factores como la célula huésped, las características estructurales y el objetivo
de la proteína recombinante. En este sentido, aunque en los últimos años se han desarrollado nuevos
vectores optimizados para la producción de proteínas, su elección requiere un análisis crítico que
considere todos estos factores, así como su aplicación biotecnológica. Cabe destacar que los vectores
no son plataformas universales.
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Tabla 2. Componentes de un vector de expresión.
Table 2. Components of an expression vector.
Componente
Característica
Origen de replicación
Secuencia de nucleótidos en el ADN donde se inicia la replicación.
Promotor
Sitio de unión de la ARN polimerasa con el ADN para iniciar la
transcripción del gen que codifica para la proteína recombinante.
Etiquetas de fusión
Secuencias peptídicas o proteínas completas que se agregan al extremo
amino o carboxilo terminal de las proteínas recombinantes con la
finalidad de aumentar la solubilidad, replegamiento y optimizar el
proceso de purificación.
Codón de iniciación
Es una secuencia de ARN de tres nucleótidos (es decir, un codón) que
indica a la maquinaria celular el lugar de la cadena en el que comienza la
traducción del ARN mensajero.
Sitio de escisión de
proteasa
Secuencia codificante para la eliminación de etiquetas de afinidad. Por
ejemplo; el factor Xa, la trombina, la proteasa SUMO y la proteasa TEV.
Sitio de clonación
múltiple (MCS)
Secuencia de ADN que contiene una serie de sitios únicos de
reconocimiento para enzimas de restricción para la inserción del gen de
interés.
Codón de terminación
Secuencia de tres nucleótidos que indica la terminación de la síntesis
proteica en la célula.
Marcador de selección
Gen que confiere resistencia a un antibiótico para la selección de las
células que incorporan el vector recombinante. Por ejemplo, la
ampicilina, kanamicina, cloranfenicol o tetraciclina.
Referencia: tomada y modificada de: Kaur et al., 2018; Pouresmaeil y Azizi‐Dargahlou, 2023.
3. Componentes clave del vector de expresión que influyen en la
producción y solubilidad proteica
3.1 Promotor de expresión
El promotor es el elemento principal del vector de expresión, ya que su función principal es
regular el inicio de la transcripción génica mediante la unión de la ARN polimerasa al ADN. La fuerza
del promotor es uno de los principales factores que determinan la carga metabólica y a su vez, la
eficiencia de expresión, induciendo hasta más del 30 % de la expresión de las proteínas celulares
totales. Un promotor idóneo debe tener una alta afinidad por la ARN polimerasa y, a su vez,
minimizar la expresión basal de las proteínas antes de la inducción y aumentar significativamente la
síntesis de ARNm tras la adición del inductor (Cazier y Blazeck, 2021). En este contexto, los
promotores derivados del operón lac (PT7lac, Ptrc y Ptac) operan mediante una regulación negativa
mediada por el represor LacI, siendo inducibles por lactosa o por su análogo sintético isopropil-β-D-
1-tiogalactopiranósido (IPTG). Mientras que los promotores Ptrc y Ptac se consideran promotores
fuertes y bien caracterizados, el sistema PT7 sobresale por su potencia transcripcional, dependiente
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de la ARN polimerasa del bacteriófago T7, presente en cepas bacterianas como E. coli BL21(DE3), la
cual es cinco veces mayor que la polimerasa endógena (Du et al., 2021; Schuster y Reisch, 2022). En
contraste, el promotor PBAD se considera como un promotor de fuerza intermedia con una menor
tasa de expresión en comparación con PT7lac, Ptrc y Ptac permitiendo un control más robusto de la
transcripción (Lozano Terol et al., 2021). En definitiva, la selección del promotor no debe basarse
únicamente en su fuerza, ya que promotores fuertes como PT7 pueden generar una sobrecarga
metabólica significativa en el huésped, lo que afecta el crecimiento bacteriano y, por consiguiente, el
correcto plegamiento de las PR. Por otro lado, promotores de fuerza media como PBAD a pesar de
tener una menor tasa de expresión, ofrecen un control más estricto de la expresión, reduciendo la
inestabilidad plasmídica y evitando la acumulación de proteínas mal plegadas o tóxicas (İncir y
Kaplan, 2024).
3.2 Etiquetas de fusión
Las etiquetas de fusión, también denominadas proteínas de fusión constituyen herramientas
muy eficientes para la identificación, producción y purificación de proteínas. Estas etiquetas son
moléculas compuestas por aminoácidos (AA) exógenos que se agregan al extremo amino (N) o
extremo carboxilo (C) de la proteína de interés con una alta afinidad por un ligando químico o
biológico específico. Su incorporación puede cumplir diversas funciones, como aumentar la
solubilidad de la proteína, reducir su toxicidad en la célula huésped, favorecer el correcto
plegamiento proteico y optimizar su purificación (Zhao et al., 2019; Mishra, 2020; Beygmoradi et al.,
2023; Arakawa y Akuta, 2025). Entre las etiquetas de mayor tamaño se encuentran la proteína de
unión a maltosa (MBP), el glutatión S-transferasa (GST), el modificador pequeño relacionado con la
ubiquitina (SUMO), tioredoxina A (TrxA), NusA (sustancia A que utiliza N), proteína disulfuro
isomerasa I (DsbA), las cuales aumentan la solubilidad de la PR en sistemas como el de E. coli y en
algunos casos también favorecen la purificación de la PR (Nemergut et al., 2021; Lamer y Vederas,
2023; Okoto et al., 2023).
Por otro lado, existen etiquetas de menor tamaño, como las de polihistidinas (polyHis) o poliarginina
(polyArg), que interfieren menos con la PR. La etiqueta de polyArg está constituida por 5 o 6 residuos
de arginina, dicha etiqueta permite la purificación de la proteína mediante intercambio catiónico
(Sánchez et al., 2022; Yildiz et al., 2024). No obstante, la etiqueta de polihistidinas (polyHis) es la más
utilizada debido a su baja inmunogenicidad y a que no interfiere con la actividad biológica de la PR.
La purificación con polyHis se realiza mediante cromatografía de afinidad con metales inmovilizados
(IMAC), en la que se forman enlaces de coordinación con iones de transición como Ni2+, Co2+, Zn2+ y
Cu2+ inmovilizados en una matriz (Loughran et al., 2023). Entre las resinas más empleadas en la
purificación por IMAC se encuentran la agarosa de carboximetil-aspartato (Talon, de ClonTech) y la
agarosa de ácido Ni (II)-nitrilotriacético (Ni-NTA). Sin embargo, el uso de la resina de Ni-NTA ofrece
mayores ventajas, ya que se trata de una matriz económica con alta capacidad de unión a los residuos
de histidina. La resina Ni-NTA permite la elución de las proteínas en condiciones suaves mediante
un gradiente de imidazol (Mooney et al., 2015; Freitas et al., 2022; Kanoh et al., 2023).
La incorporación de etiquetas de fusión en PR es una estrategia ampliamente utilizada para mejorar
la purificación y la solubilidad de las proteínas en sistemas como E. coli. No obstante, la elección de
la etiqueta adecuada depende de la proteína a producir y de las condiciones experimentales, como
MBP o GST ha demostrado ser efectivo incrementando la solubilidad y el plegamiento de las
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proteínas, pero también pueden interferir en la actividad biológica o dificultar su eliminación
posterior (Pina et al., 2021). En contraste, las etiquetas pequeñas, como la polyArg o la His-tag, suelen
interferir menos con la estructura de la proteína y, en el contexto inmunológico, ofrecen ventajas por
su baja inmunogenicidad en comparación con proteínas de fusión de mayor tamaño, como la GST, lo
cual representa una ventaja en el estudio de vacunas a partir de PR (Sánchez et al., 2022; Yildiz et al.,
2024).
3.3 Uso de codones
El código genético incluye 61 codones (secuencias de 3 nucleótidos) que codifican 20
aminoácidos diferentes. Mayoritariamente, los AA están codificados por múltiples codones
sinónimos, por lo que se dice que el código genético es "degenerado". La preferencia por codones
distintos entre organismos parece ser un fenómeno común, denominado sesgo de uso de codones.
Esta preferencia varía según el microorganismo y está relacionada con las cantidades de ARNt
presentes. Este fenómeno interfiere con la eficiencia de la traducción al ajustar la tasa de elongación
del proceso, es decir, la velocidad a la que el ribosoma avanza a lo largo del ARNm (añadiendo AA
a la cadena polipeptídica) no es constante y puede acelerarse o desacelerarse según los codones que
encuentra (Quax et al., 2015; Lipinszki et al., 2018). El sesgo en el uso de codones afecta la expresión
de proteínas recombinantes en el sistema procariota de E. coli cuando el ARNm del gen recombinante
contiene codones raros que difieren del patrón de uso de codones de la bacteria. Es probable que la
presencia de un codón raro en un gen heterólogo pueda generar desplazamientos en el marco de la
traducción, causando la terminación prematura de la síntesis de proteínas, la omisión de codones,
incorporación de AA de forma incorrecta y una traducción lenta del ARNm, lo que provoca una
disminución en la expresión de la PR de interés (Quax et al., 2015; Zhong et al., 2017; Roots et al.,
2025).
Para contrarrestar el sesgo en el uso de codones, los investigadores han recurrido a dos estrategias
principales. La primera consiste en sustituir los codones raros por codones de uso frecuente en E. coli
al sintetizar el gen modificado. La otra alternativa consiste en utilizar una cepa de E. coli modificada
genéticamente que puede traducir eficientemente estos codones, como, por ejemplo, la cepa Rosetta
(Novagen, EE. UU.) que suministra ARNt para los codones raros como AGG, AGA, AUA, CUA, CCC
y GGA en un plásmido compatible resistente al cloranfenicol. La optimización del uso de codones es
un enfoque utilizado en ingeniería genética para mejorar la expresión de genes heterólogos, mediante
la sustitución de codones sinónimos según el sesgo de uso de codones de un organismo (Zhong et
al., 2017; Ortega et al., 2022; Paremskaia et al., 2024). Por ejemplo, una alta velocidad de traducción
puede favorecer una mayor producción en cantidad, pero, a la par, podría comprometer la
conformación, la estabilidad y la funcionalidad de la PR final. En este sentido, el principal reto es
integrar la optimización de codones con otros parámetros, como el sistema de expresión, el diseño
del vector y las condiciones de cultivo, para alcanzar un equilibrio entre el rendimiento y la calidad
de la proteína a producir en un sistema procariota como E. coli.
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TECNOCIENCIA CHIHUAHUA, Vol. XX (2026): enero-diciembre, e2160
4. Optimización de diferentes factores para la expresión de proteínas
recombinantes en el sistema de E. coli
La producción de proteínas en sistemas procariotas es un proceso complejo que plantea
múltiples desafíos, entre los cuales la formación de IB es el más común, debido al plegamiento
incorrecto de la proteína. Los IB suelen ocasionar la pérdida de la relación estructura-función de una
PR (Hashemzadeh et al., 2021). Por lo tanto, para poder aumentar la eficiencia en la producción de
PR utilizando este sistema, es necesario el desarrollo de estrategias que permitan estandarizar o
ajustar diversas etapas mediante la modificación de distintos parámetros como: el vector de
expresión, la cepa huésped, el promotor, tipo y concentración del inductor, expresión con
chaperonas, la composición y las condiciones del medio de cultivo, el uso de etiquetas de fusión,
entre otros, que se describirán a continuación.
4.1 Optimización del vector de expresión
La selección adecuada del vector de expresión es clave para el nivel de expresión de la
proteína de interés. Los vectores plasmídicos desempeñan un papel destacado en la clonación
molecular, ya que se emplearon en los primeros estudios sobre ADN recombinante. Desde entonces
hasta la fecha, los plásmidos son una de las plataformas más utilizadas para la ingeniería genética y
la expresión de genes recombinantes en sistemas bacterianos (Green y Sambrook, 2021; de Lorenzo
y Martínez‐García, 2025). Un vector de expresión plasmídico está constituido por componentes
esenciales para que un gen de interés clonado sea transcrito y/o traducido en una célula huésped.
Los distintos componentes de un vector plasmídico (Fig. 1) pueden diseñarse y optimizarse
estratégicamente para maximizar la expresión de proteínas recombinantes. La elección y
combinación adecuadas de estos componentes permiten modular tanto el nivel de expresión como
la estabilidad y funcionalidad de la proteína producida (Fig. 2).
Actualmente, la ingeniería de vectores ha permitido el diseño de una amplia diversidad de
construcciones plasmídicas comerciales que optimizan cada uno de sus componentes, con el objetivo
de mitigar las limitaciones metabólicas en la producción de PR en sistemas procariotas como E. coli.
Entre los componentes más relevantes se encuentran el replicón y el promotor, que regulan
directamente el número de copias del plásmido y la tasa de iniciación transcripcional,
respectivamente. En este sentido, el equilibrio entre ambos componentes es fundamental, debido a
que una excesiva tasa transcripcional satura la maquinaria biosintética de la célula huésped,
desencadena estrés celular y favorece la agregación de la proteína en IB, o también genera toxicidad
celular. Es importante destacar que una "máxima expresión" no es sinónimo de una "expresión
óptima" por lo que, en términos ideales, la optimización de un vector de expresión en E. coli no radica
en maximizar un solo parámetro, sino en buscar un equilibrio entre todos los elementos que
conforman al plásmido como el replicón, promotor, etiquetas de fusión, marcadores de selección,
secuencias reguladoras con el fin de garantizar el rendimiento y calidad de la PR.
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Figura 2. Alternativas para la optimización de un vector de expresión de proteínas recombinantes en el sistema
de E. coli. Creada en BioRender. https://BioRender.com/tijm818
Figure 2. Alternatives for optimizing a recombinant protein expression vector in the E. coli system. Created with
BioRender. https://BioRender.com/tijm818
4.2 Optimización del replicón
Los plásmidos se caracterizan por tener un replicón en su estructura que desempeña un papel
importante en el control del número de copias de plásmidos que se pueden generar. Un replicón es
una secuencia completa de ADN capaz de replicarse de manera autónoma a partir de un único origen
de replicación y de los elementos de control cis que lo acompañan (Ekundayo y Bleichert, 2019;
Ramiro-Martínez et al., 2025). Por esta razón, uno de los puntos clave a considerar durante la elección
del vector de expresión, es el número de copias del plásmido controlado por el replicón. Cabe
destacar que el uso de plásmidos con un alto número de copias para la expresión de proteínas no
implica un mayor rendimiento de la PR. Lo anterior se debe a que un aumento en el número de copias
del plásmido representa una mayor carga metabólica para el sistema y, en consecuencia, la tasa de
crecimiento bacteriano se ve afectada, provocando inestabilidad del plásmido, dando como resultado
un menor rendimiento en la expresión de la PR (Joshi et al., 2022). Otro factor a considerar es la
compatibilidad entre los plásmidos, que está relacionada con su mecanismo de replicación. Aquellos
plásmidos con una relación filogenética cercana tienden a presentar una mayor incompatibilidad, lo
que significa que no pueden replicarse simultáneamente en la misma célula, ya que compiten entre
sí por reclutar factores de replicación (Rouches et al., 2022). Algunos de los orígenes de replicación y
los plásmidos comúnmente utilizados se enlistan en la Tabla 3.
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Tabla 3. Orígenes de replicación más utilizados en el sistema de expresión de E. coli.
Table 3. Most used origins of replication in the E. coli expression system.
Replicón
Plásmido
Número
de copias
Mecanismo de regulación de la
cantidad de copias del
plásmido
Referencias
pMB1
pBR322
15-60
Controla el procesamiento del
pre-ARNII en el cebador.
Rossi et al., 1996
Parada y Marians,
1991
colE1
colE1
15-20
Utiliza un sistema de replicación
dependiente de ARNII para
regular el número de copias en
la célula.
Camps, 2010
pMB1
modificado
pUC
500-700
La ARNII es el pre-iniciador que
desencadena la replicación del
plásmido.
Sutcliffe, 1978
p15A
pACYC
18-22
Secuestradores de la proteína
RepA
Chang y Cohen, 1978
pSC101
pSC101
<5
Secuestradores de la proteína
RepA
Ingmer et al., 2001
Manen y Caro, 1991
Referencia: tomada y modificada de: Kaur et al., 2018; Pouresmaeil y Azizi‐Dargahlou, 2023; Eskandari et al., 2024.
4.3 Optimización del promotor
Dado que el promotor desempeña un papel fundamental en la regulación de la expresión
génica, su selección es un factor clave en la producción de proteínas en sistemas procariotas. El
sistema de E. coli generalmente requiere promotores fuertes y estrictamente controlados para
aumentar la eficiencia de la producción de proteínas heterólogas, reduciendo la toxicidad o la carga
metabólica del sistema durante la fase de crecimiento. En este sentido, el vector de expresión pET
(derivado del plásmido pBR322) basado en el promotor T7 del bacteriófago T7 es el sistema de
expresión más utilizado en E. coli (Khananisho et al., 2023). En este plásmido, el gen de interés se
clona bajo el control del promotor T7, que es reconocido por la ARN polimerasa del fago T7 (T7
ARNP) bajo el control transcripcional de un promotor lac UV5. Por ello, el promotor puede inducirse
mediante la adición de lactosa o de un análogo como el IPTG. Sin embargo, algunas de las desventajas
de este sistema se asocian con una alta tasa de transcripción, que puede provocar destrucción
ribosómica y muerte celular. La expresión del nivel basal de la ARN polimerasa T7 se puede regular
con la adición de glucosa entre 0.5 a 1 % al medio y con la coexpresión de lisozima T7 proporcionada
por un plásmido compatible (pLysS o pLysE) con el objetivo de unirse a la ARN polimerasa T7 e
inhibir la transcripción del gen recombinante (Shilling et al., 2020; Singh, 2020). Además del promotor
T7, existen otros promotores ampliamente utilizados en el sistema de E. coli, que se describen en la
Tabla 4.
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Murrieta-León et.al
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Tabla 4. Promotores más utilizados en la expresión de proteínas recombinantes en E. coli.
Table 4. Promoters most used in the expression of recombinant proteins in E. coli.
Promotor
Origen
Inductor
Característica
Referencias
Lac
E. coli
IPTG
Es un promotor débil que forma
parte del operón lac, es regulado con
la degradación de la lactosa.
Giordano et al., 1989
Gronenborn, 1976
trc y tac
E. coli
IPTG, térmico
Es un promotor de alto nivel de
expresión. Sirve para controlar y
aumentar el nivel de expresión de
genes de interés.
Amann y Brosius,
1985
de Boer et al., 1983
T7
Fago T7
IPTG o lactosa
Promotor que utiliza la ARN
polimerasa T7. Para el control de
proteínas tóxicas, necesita el sistema
T7 lac para un control estricto de la
inducción.
Studier y Moffatt,
1986
Promotor
del fago pL
Fago
lambda
Térmico
Requiere de una cepa huésped
sensible a los cambios de
temperatura. Niveles medios de
expresión sin el uso de inductores.
Menart et al., 2003
Elvin et al., 1990
araPBAD
Arabinosa
El promotor PBAD impulsa la
producción de la ARN polimerasa
T7. Es un promotor ideal para la
expresión de proteínas tóxicas.
Giacalone et al., 2006
Guzman et al., 1995
rhaPBAD
L-ramnosa
Promotor regulado por dos
activadores, RhaS y RhaR. RhaS
junto con L-ramnosa se une a su vez
al promotor rhaP BAD y al
promotor rhaP T y activa la
transcripción de los genes.
Wegerer et al., 2008
Egan y Schleif, 1993
proU
E. coli
Osmolaridad
Codifica un sistema de transporte de
glicina betaína de alta afinidad que
es osmóticamente inducible.
Mellies et al., 1994
RecA
E. coli
Ácido nalidíxico
RecA estimula la relajación del ADN
al interactuar posiblemente con la
topoisomerasa I.
Reckinger et al., 2007
Keller et al., 1990
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phoA
E. coli
Falta de fosfato
Promotor derivado de la fosfatasa
alcalina de E. coli (phoA), que
permite una expresión alta y
estrictamente controlada de
proteínas recombinantes en E. coli.
Wang et al., 2005
Lübke et al., 1995
cadA
E. coli
pH
Un promotor sensible al cadmio.
Yoon y Silver, 1991
nar
E. coli
Condiciones
anaeróbicas,
presencia de
nitrato.
Un promotor dependiente de
oxígeno disuelto (DO).
Hwang et al., 2017
Referencia: tomada y modificada de Rosano et al., 2019; Pouresmaeil y Azizi‐Dargahlou, 2023.
A pesar de que la mayoría de los promotores disponibles se activan con inductores químicos, existen
otros sistemas de expresión con promotores que se activan a partir de cambios de pH o temperatura
en un sistema de expresión de E. coli. Un ejemplo de sistema de expresión termoinducible, es el
basado en los promotores pL y/o pR, que son regulados por el represor termolábil mutante cI857 del
fago lambda λ. Este sistema induce la expresión de la proteína heteróloga cuando se eleva la
temperatura del medio de cultivo por encima de 37 °C (Restrepo-Pineda et al., 2022). Por el contrario,
el promotor cspA es inducido por un choque frío, consistente en el descenso de la temperatura del
medio de cultivo a 15 °C. Una de las principales ventajas del promotor cspA es la alta estabilidad del
ARNm del gen de interés, lo que favorece la transcripción y la solubilidad de la PR a bajas
temperaturas (Bartolo-Aguilar et al., 2022). El sistema de plásmidos pCold tiene una estructura
principal derivada de pUC118 que utiliza el promotor cspA, estos plásmidos se han utilizado
ampliamente por su alto nivel de expresión de proteínas solubles en sistemas bacterianos de E. coli
(Li et al., 2018). Actualmente, se han desarrollado modificaciones en la estructura de los plásmidos
pCold para optimizar los procesos de purificación mediante el uso de etiquetas como GST, la etiqueta
de 6 histidinas (6xHis) y la etiqueta SUMO (Li et al., 2018; Nemergut et al., 2021; Lamer y Vederas,
2023; Okoto et al., 2023).
Finalmente, la optimización del promotor es un aspecto importante para lograr una producción
adecuada de PR en E. coli. A pesar de que se cuenta con promotores fuertes como los T7 o tac los
cuales se caracterizan por inducir niveles altos de transcripción, su uso de manera errónea puede
generar consecuencias negativas como la saturación metabólica de la célula huésped, lo que
compromete la solubilidad de la proteína. Por el contrario, promotores regulables o híbridos, como
los plásmidos pCold ofrecen la posibilidad de modular la expresión de manera más controlada y
precisa (Qiao et al., 2019; Boontip et al., 2021). De forma que, la selección del promotor no debe
enfocarse exclusivamente en maximizar la transcripción, sino en lograr un equilibrio entre los
distintos parámetros que consideren la estructura de la proteína, el nivel de expresión requerido, las
condiciones de cultivo y las aplicaciones biotecnológicas o terapéuticas de la PR.
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4.4 Optimización de la célula huésped: E. coli
El sistema de expresión en E. coli es uno de los más importantes para la producción de
proteínas recombinantes en bacterias. A partir de las cepas de E. coli K-12 y BL21 se han diseñado
nuevas cepas con modificaciones genéticas que se describen en la Tabla 5. Cada una de estas cepas
modificadas tiene un objetivo específico, por ejemplo: brindar mayor estabilidad del ARNm, un
control estricto de la expresión génica, ausencia de proteasas, mayor estabilidad del plásmido
recombinante, aumentar la capacidad para formar enlaces disulfuro, mayor capacidad para expresar
genes de tipo eucariota y la optimización de la expresión de proteínas tóxicas o con codones raros
(Hayat et al., 2018; Rosano et al., 2019; Lozano Terol et al., 2021).
Tabla 5. Cepas de E. coli más utilizadas en la producción de proteínas recombinantes
Table 5. E. coli strains most used in the production of recombinant proteins
Cepa
Derivación
Característica
Referencias
BL21
B834
Expresión de proteínas de alto nivel y fácil
inducción. Deficiente en proteasas Lon y
OmpT
Gottesman, 1996
BL21(DE3)
BL21
Expresión de proteínas bajo el control del
promotor de T7/deficiencia de proteasas
Lon y OmpT.
Daegelen et al., 2009
Du et al., 2021
Heyde y Nørholm, 2021
BL21 trxB
BL21
Cepa mutante trxB deficiente de las
proteasas Lon y OmpT que facilita la
formación de enlaces disulfuro
citoplasmáticos.
Makino et al., 2011
BL21-pLys
BL21
Contiene el plásmido pLysS con el gen de
la lisozima, un inhibidor de la ARN
polimerasa de T7, reduce la actividad basal
y permite que se establezcan genes
relativamente tóxicos en la misma célula
bajo el control de un promotor de T7.
Studier, 1991
Agrawal et al., 2024
BL21-Codón
Plus (DE3)-
RI(P)L
BL21
El plásmido pRI(P)L mejora la expresión
de proteínas eucariotas que contienen
codones raros (AGG, AGA, AUA, CUA).
Ojima-Kato, 2025
HMS174
K-12
Mutante recA para aumentar la estabilidad
del plásmido recombinante.
Disela et al., 2023
JM83
K-12
Induce la secreción de proteínas
recombinantes en el periplasma.
Campbell et al., 1978
Lemo21
BL21
Ajusta los niveles de expresión de
proteínas mediante suplementación con
ramnosa.
Morão et al., 2022
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Origami
K-12
La mutación en los genes trxB y gor
promueve la formación de enlaces
disulfuro en el citoplasma en presencia de
condiciones más oxidantes.
Makino et al., 2011
Kaplan et al., 2016
Rosetta
BL21
Es deficiente de proteasas y aumenta la
expresión de proteínas eucariotas que
contienen codones raros en E. coli (AUA,
AGG, AGA, CGG, CUA, CCC y GGA).
Chumjan et al., 2023
İncir y Kaplan, 2024
Rosetta-gami
BL21
Mejora la expresión de proteínas
eucariotas que contienen codones raros y
la mutante trxB/gor promueve la formación
de enlaces disulfuro citoplasmáticos.
Zarkar et al., 2020
Morão et al., 2022
Hajihassan et al., 2025
SoluBL21
BL21
Se utiliza para la expresión de proteínas
solubles de mamíferos.
Deatherage et al., 2012
Hata et al., 2013
C41(DE3)
BL21
Cepa mutante diseñada para la
sobreexpresión de proteínas tóxicas y de
membrana.
Schlegel et al. 2015
Ni et al., 2020
C43(DE3)
BL21
Doble mutante diseñada para la expresión
de proteínas de membrana. Tiene un
represor LacI mutado que se une más
tiempo al operador lac retrasando la
transcripción de T7ARNP.
Kwon et al., 2015
Hsieh et al., 2017
Referencia: tomada y modificada de Rosano et al., 2019; Pouresmaeil y Azizi‐Dargahlou, 2023.
Sistemas híbridos, como la cepa Rosetta-gami™ combinan las características de las cepas Rosetta y
Origami, permitiendo tanto la provisión de ARNt para codones poco frecuentes como la expresión
de proteínas con enlaces disulfuro (Zarkar et al., 2020). Actualmente, la cepa BL21(DE3) continúa
siendo el huésped más utilizado para la expresión de PR, gracias a sus múltiples ventajas, como la
ausencia de proteasas que degradan la PR expresada. Sin embargo, uno de los principales retos en el
uso de estos sistemas procariotas es la elevada carga metabólica asociada a la sobreexpresión, que
disminuye la tasa de crecimiento bacteriano, causando una disminución en el rendimiento de la
proteína recombinante. En conclusión, a pesar de la amplia variedad de cepas bacterianas disponibles
en el mercado, es importante recalcar que no existe una cepa que sea considerada como universal, ya
que la eficiencia en la producción de PR en el sistema de E. coli depende de una elección basada en
un análisis en el cual se consideran elementos como el tipo de vector de expresión, el tipo de promotor
y la capacidad metabólica de la célula huésped.
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4.5 Optimización de las condiciones de cultivo
La optimización de las condiciones de cultivo es un factor crucial para mejorar la expresión
de PR en E. coli. Diversos estudios han demostrado que la regulación precisa de la disponibilidad de
oxígeno, del pH, de la fuente de carbono, de la composición del medio y de la tasa de crecimiento
puede aumentar significativamente la eficiencia de producción de una PR (Zhang et al., 2022;
Eskandari et al., 2024). La alta densidad celular y un ambiente de restricción de oxígeno en un cultivo
de E. coli altera el metabolismo de la bacteria y se forman productos de degradación no deseados
como el acetato y etanol, que aumentan la toxicidad y afectan el crecimiento celular (Millard et al.,
2021; Qi et al., 2023).
El medio Luria-Bertani, también conocido como LB, es el más utilizado para el cultivo de E. coli. Es
un medio rico en aminoácidos catabolizables, carece de azúcares recuperables y su osmolaridad es
idónea para el crecimiento bacteriano en la fase logarítmica temprana (Wang et al., 2023). No
obstante, su capacidad para alcanzar altas densidades celulares es limitada, por lo que es necesaria
la adición de otros componentes, como el extracto de levadura, peptona, glucosa, glicerol, así como
sodio y cloruro de magnesio (MgCl2), para obtener densidades celulares finales más altas (Ganjave et
al., 2021). A pesar de que el medio LB es el más utilizado en la industria, existen otras alternativas,
como el medio TB (Terrific Broth), SB (Super Broth) y el medio mínimo M9, que son superiores al LB
para alcanzar densidades celulares más altas (Packiam et al., 2020; Eskandari et al., 2024; Snoeck et
al., 2024).
En 2005 surgió uno de los grandes avances en la composición de los medios: se incorporaron los
medios de autoinducción (Studier, 2005). Estos sistemas de autoinducción tienen varias ventajas
sobre los métodos clásicos para la expresión de proteínas recombinantes, dado que se elimina la
necesidad de interrumpir el cultivo o de utilizar inductores externos como el IPTG, un compuesto
que puede ejercer efectos citotóxicos en las células hospedadoras y que, económicamente, es más caro
que la lactosa (Studier, 2014; Dvorak et al., 2015; Tahara et al., 2021). En su lugar, estos sistemas
emplean una combinación precisa y optimizada de fuentes de carbono basadas en glucosa, lactosa y
glicerol. Durante la fase inicial de crecimiento, la glucosa actúa como la fuente de carbono preferida,
inhibiendo el consumo de lactosa hasta su agotamiento, que normalmente ocurre en la parte media
o final de la fase logarítmica. Una vez agotada la glucosa, la célula comienza a metabolizar el glicerol
y la lactosa, siendo esta última responsable de la inducción de la expresión proteica regulada por el
operón lac (Kim et al., 2022). Este enfoque no solo evita la necesidad de monitorear y manipular la
biomasa para la adición manual del inductor, sino que también ofrece una inducción altamente
reproducible y eficiente (Tahara et al., 2021; Abedin et al., 2024).
La optimización de la agitación y la aireación es fundamental en un cultivo de E. coli. Como se
mencionó anteriormente, la limitación de oxígeno en el sistema puede desencadenar toxicidad y
afectar el crecimiento celular. Sin embargo, esto se puede solucionar a través del aumento de la
velocidad de agitación. Además, el volumen de un cultivo de E. coli debe ser menor o igual al 10 %
de la capacidad del matraz de agitación (Takahashi y Aoyagi, 2020). Uno de los principales
problemas en la expresión de proteínas, en especial las de origen viral y eucariota, es la formación
de IB. Las proteínas que se expresan como IB en E. coli son inactivas e insolubles, y tienen enlaces
disulfuro intramoleculares e intermoleculares erróneos (Singh et al., 2015; Kopp et al., 2023; Zhang
et al., 2022). Una de las múltiples estrategias para evitar la formación de los IB en el sistema de E. coli
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es reducir la temperatura del medio de cultivo entre 15 °C y 25 °C. La disminución de la temperatura
favorece el plegamiento correcto de las proteínas recién sintetizadas, lo que les confiere mayor
estabilidad (Singh et al., 2015). De hecho, algunos estudios han reportado la expresión exitosa de
proteínas a temperaturas de hasta 4 °C y en procesos prolongados de hasta 72 horas, logrando así
un plegamiento adecuado y minimizando la agregación proteica (Bhatwa et al., 2021). Cabe destacar
que los ajustes relacionados con la adición de inductores, cambios de temperatura, pH o aditivos a
la composición inicial del medio de cultivo dependen totalmente de las características de la proteína
de interés, así como del sistema de expresión y la cepa huésped previamente seleccionada.
6. Conclusiones
El sistema de expresión procariota de E. coli se ha demostrado como uno de los más eficaces
y versátiles para la producción de PR, y es ampliamente utilizado en diversos sectores por su bajo
costo y su simplicidad. Como se analizó en la presente revisión, la obtención de PR funcionales y
solubles depende de un equilibrio entre la célula huésped, la estructura del vector y las condiciones
de cultivo. La evolución de sistemas de inducción clásicos a estrategias más sofisticadas como medios
de cultivo basados en la autoinducción, incorporación de etiquetas de fusión y la ingeniería de
codones, ha permitido disminuir limitaciones como el sesgo de codones y la formación de agregados
proteicos insolubles. Sin embargo, la deficiencia de modificaciones postraduccionales complejas y la
constante formación de IB confirma que el sistema de expresión de E. coli no es un sistema universal,
sino una plataforma que requiere realizar ajustes dependiendo de la proteína de interés a expresar,
mediante la optimización del diseño de vectores, la selección de cepas especializadas y la
optimización de bioprocesos, con la finalidad de transformar dicho sistema en una plataforma de
producción robusta y escalable para las próximas generaciones de productos biotecnológicos.
Agradecimientos
El autor de correspondencia expresa su agradecimiento a todos los que participaron en la
creación de este texto, especialmente a Diana Lizzet Murrieta-León, becaria de la Secretaría de
Ciencia, Humanidades, Tecnología e Innovación (1055447) en el Programa de Doctorado en Ciencias
Biomédicas de la Universidad Veracruzana. Este artículo forma parte del proyecto DGI:28043202479
registrado en SIREI.
Conflicto de interés
Los autores declaran que no existe ningún conflicto de intereses relacionado con la
publicación de este artículo.
Nomenclatura
AA
Aminoácido
ADN
Ácido desoxirribonucleico
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ARN
Ácido ribonucleico
ARNm
Ácido ribonucleico mensajero
ARNt
Ácido ribonucleico de transferencia
B. subtilis
Bacillus subtilis
C
Extremo carboxi terminal
cspA
Promotor de choque frío
E. coli
Escherichia coli
FDA
Administración de Alimentos y Medicamentos
GRAS
Generalmente Reconocido como Seguro
GST
Glutatión-S-transferasa
IB
Cuerpos de inclusión
IMAC
Cromatografía de afinidad a metales inmovilizados
IPTG
Isopropil-β-D-1-tiogalactopiranósido
kDa
Kilodalton
K. phaffii
Komagataella phaffii
LB
Medio Luria-Bertani
LPS
Lipopolisacárido
MBP
Proteína de unión a maltosa
MCS
Sitio de clonación múltiple
N
Extremo amino terminal
Ni-NTA
Agarosa de ácido Ni(II)-nitrilotriacético
ORF
Marco de lectura abierto (del inglés, open reading frame)
ori
Origen de replicación
pCold
Vector de expresión por choque frío
pET
Vector de expresión
pH
Potencial de hidrógeno
PR
Proteína recombinante
S. cerevisiae
Saccharomyces cerevisiae
SB
Super caldo
SUMO
Modificador pequeño relacionado con ubiquitina
T7
Promotor del bacteriófago T7
T7ARNP
ARN polimerasa del bacteriófago T7
TB
Medio líquido excelente
TrxA
Tioredoxina A

Beta
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