Alimentos  
Artículo arbitrado  
Virus fitopatógenos que afectan al cultivo  
de chile en México y análisis de las  
técnicas de detección  
Plant pathogenic viruses that affect pepper in Mexico and  
analysis of the detection techniques  
1
1,3  
LORETO ROBLES-HERNÁNDEZ ,ANA CECILIA GONZÁLEZ-FRANCO , EMMA  
1
2
1
MONSERRATH GILL-LANGARICA , LUIS PÉREZ-MORENO Y JULIO CÉSAR LÓPEZ-DÍAZ  
Recibido: Febrero 3, 2010  
Aceptado: Abril 13, 2010  
Resumen  
Abstract  
El objetivo de este trabajo fue revisar los virus más importantes  
que afectan al cultivo del chile en México y analizar las técnicas  
que recientemente se han aplicado en su detección e  
identificación. Las enfermedades causadas por virus  
fitopatógenos tienen un impacto importante en la productividad  
del chile, ya que causan una reducción de hasta un 80%, debido  
a que estos "organismos" tienen la habilidad de infectar a la  
planta local y sistémicamente; en esta última, el virus entra a la  
célula, se replica y luego se mueve hacia el floema hasta colonizar  
toda la planta. En México se han reportado 13 géneros de virus  
que afectan al chile, los cuales causan síntomas variados,  
incluyendo enanismo, mosaicos, moteados, necrosis, clorosis,  
deformaciones, etc. Aunque en muchos casos, la descripción de  
la sintomatología, es suficiente para la identificación de algunos  
virus, las técnicas ELISA (Ensayo Inmunoadsorbente Ligado a  
una Enzima), RT-PCR (Transcripción Reversa-Reacción en  
Cadena de la Polimerasa) y PCR-MULTIPLEX son las más utilizadas  
para la detección e identificación de virus fitopatógenos debido a  
que son métodos más precisos, confiables y rápidos. Con estas  
técnicas se pueden detectar concentraciones muy bajas de virus,  
y además se pueden identificar varios virus simultáneamente en  
una misma muestra. La información contenida en este manuscrito  
será de beneficio para los técnicos y productores de esta hortaliza  
quienes podrán contar con los conocimientos y herramientas  
alternativas que les permitan prevenir las enfermedades  
causadas por virus en el cultivo de chile.  
The objective of this work was to review the most important  
pepper affecting viruses in Mexico and to analyze the newest  
techniques used for their detection and identification. Diseases  
caused by plant viruses have an important impact in the  
economy of pepper because they reduce the yield up to 80%,  
due to these "organisms" have the ability to infect the plant  
locally and systemically. In systemic infections, the virus enters  
into the cell, replicates and moves to the phloem until colonize  
the whole plant. In Mexico there have been reported 13 virus  
genera that affect pepper, which cause a variety of symptoms,  
including dwarfing, mosaic, mottle, necrosis, yellowing,  
deformations, etc. Although in some cases the description of  
symptoms is enough to identify some viruses, the techniques  
ELISA(Enzyme-Linked ImmunosorbentAssay), PCR MULTIPLEX  
and RT-PCR (Reverse Transcriptase-Polymerase Chain  
Reaction) are the most used to detect and completely identify  
plant pathogenic viruses due to the accuracy, reliability, and  
short time detection. These techniques can be used to detect  
threshold viral concentrations and identify simultaneously  
several viruses in the same sample. This information will provide  
to technicians and producers the tools to prevent viral diseases  
in pepper.  
Keywords: Plant pathogenic viruses, Capsicum annuum,  
ELISA, RT-PCR, PCR MULTIPLEX.  
Palabras clave: Virus fitopatógenos, Capsicum annuum, ELISA,  
RT-PCR, PCRMULTIPLEX  
_
________________________________  
1
Facultad de Ciencias Agrotecnológicas, Universidad Autónoma de Chihuahua, Ciudad Universitaria S/N Campus 1, Chihuahua,  
Chih., 31310.  
División de Ciencias de la Vida, Campus Irapuato-Salamanca, Universidad de Guanajuato, Ex Hacienda El Copal km. 9; carretera  
Irapuato-Silao; A. P. 311; C.P. 36500; Irapuato, Gto., México.  
2
3
Dirección electrónica del autor de correspondencia: conzalez@uach.mx.  
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Virus fitopatógenos que afectan al cultivo de chile en México y análisis de las técnicas de detección  
Introducción  
entro de los países productores de chile a nivel mundial, México ocupa el tercer lugar con  
una producción de 2, 258, 562.44 t y un valor de la producción de más de 12 mil millones  
de pesos (SIAP-SAGARPA, 2007). Esta hortaliza es una de las más importantes por su  
D
amplio consumo, alta rentabilidad y su gran demanda de mano de obra. Sin embargo, las  
enfermedades ocasionadas por virus son causa de pérdidas en la producción de chile por la  
capacidad de infección que tienen estos organismos (Pérez y Rico, 2004).  
Casi todas las enfermedades virales  
causan cierto grado de enanismo en la planta y  
una reducción total de la producción y  
generalmente las plantas infectadas tienen un  
ciclo vegetativo más corto. Los síntomas más  
comunes causados por los virus incluyen  
enanismo, mosaicos, moteados, necrosis,  
clorosis, deformaciones, etc. (Agrios, 2004). A  
nivel nacional se han reportado 13 especies de  
virus, incluyendo TEV (Virus jaspeado del  
tabaco), CMV (Virus mosaico del pepino), PVY  
no sólo afecta el rendimiento del cultivo sino  
también la calidad del fruto. Además, la falta  
de conocimiento de la existencia de los virus  
que potencialmente pueden afectar al chile y  
de la existencia de las técnicas de detección e  
identificación de los virus, ha causado que las  
enfermedades virales sean recurrentes cada  
año. Es por ello que el objetivo de este trabajo  
fue revisar los virus más importantes que  
afectan al chile en México y analizar las  
técnicas que recientemente se han utilizado  
para su detección, con el fin de que el productor  
de chile utilice esta información para prevenir  
o controlar las enfermedades de tipo viral en  
su cultivo.  
(
Virus Y de la papa), TMV (Virus del mosaico  
del tabaco), PMMoV (Virus moteado atenuado  
del chile), INSV (Virus mancha necrótica del  
impaciente), PepMV (Virus moteado del chile),  
AMV (Virus del mosaico de la alfalfa), TbRV  
Virus cascabel del tabaco), TBSV (Virus del  
achaparramiento arbustivo del tomate), TRSV  
Virus mancha anular del tabaco), ToRSV (Virus  
Importancia del cultivo del chile en México.  
México es uno de los países más importantes  
en la producción de chile, aportando más de dos  
millones de toneladas anuales (SIAP-SAGARPA,  
(
(
mancha anular del tomate) y TSWV (Virus de  
la marchitez manchada del tomate) (Pérez y  
Rico, 2004; Núñez et al., 1996). En algunos  
casos los síntomas son suficientes para  
identificar ciertas especies de virus; sin  
embargo, para su identificación plena, es  
fundamental el uso de métodos más confiables  
y rápidos como ELISA, PCR y RT-PCR. La  
técnica de ELISA se ha convertido en una  
valiosa herramienta de detección, debido a que  
2
007). Del total de la producción nacional,  
aproximadamente el 70% se exporta a EE.UU.  
Los principales estados productores de chile  
jalapeño son: Chihuahua (25%), Zacatecas  
(
(
9.3%), San Luis Potosí (5.9%), Guanajuato  
1.3%) y Sonora (1.2%), entre otros (SIAP-  
SAGARPA, 2007).  
Importancia social del cultivo de chile. El  
cultivo de chile se encuentra distribuido en todo  
el mundo y de acuerdo al área sembrada y a los  
volúmenes de producción, que año tras año se  
incrementan, es actualmente una de las  
especias más importantes que condimenta los  
alimentos, se estima que en la población  
mundial, una de cada cuatro personas lo  
consume diariamente. El auge que tiene el chile  
en la alimentación, se debe en gran medida a la  
variedad de formas, usos y aromas que  
presenta. Para varios estados del país, el chile  
su  
sensibilidad  
permite  
detectar  
concentraciones muy bajas del patógeno y,  
además se pueden procesar muchas muestras  
al mismo tiempo. La técnica RT-PCR es muy  
confiable y tiene como función obtener millones  
de copias a partir de una mínima cantidad de  
ARN en pocas horas (Nelson y Cox, 2006). La  
virosis del chile representa un riesgo importante  
para la producción del cultivo en México, ya que  
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Virus fitopatógenos que afectan al cultivo de chile en México y análisis de las técnicas de detección  
es el producto agrícola más importante desde  
el punto de vista económico por el alto valor de  
su producción y el impacto social que  
representa, por la generación de empleos en el  
medio rural y la activación económica de otros  
sectores como son los transportistas,  
procesadores, proveedores de recursos y  
prestadores de servicios. En las regiones donde  
se produce este cultivo, se estima que son  
necesarios de 200 a 350 jornales por año para  
las labores del cultivo y cosecha (Pozo, 2004).  
clasificado a nivel género. TMV y PMMoV  
pertenecen al género Tobamovirus; TBSV y  
TbRV a los géneros Tombusvirus y Tobravirus,  
respectivamente. El Virus jaspeado del tabaco  
(TEV) ha sido identificado como causante de  
pérdidas en el rendimiento de chile. A nivel  
mundial TEV es considerado importante, debido  
al daño que provoca en cultivos de interés  
económico, comprendidos principalmente  
dentro de la familia de las solanáceas. La  
enfermedad del “enchinamiento” ha convertido  
en improductivas muchas de las siembras de  
chile localizados en regiones tropicales y  
subtropicales de México (Pérez y Rico, 2004).  
Enfermedades virales reportadas en el  
cultivo de chile en México. Las enfermedades  
en los cultivos hortícolas, constituyen uno de  
los factores de mayor riesgo de pérdidas en la  
producción, por lo que resulta importante  
protegerlos del ataque de las mismas. Para el  
control de cualquier enfermedad, es de gran  
importancia conocer al agente causal por medio  
de su identificación a través de las diversas  
técnicas que lo permitan, y así implementar  
diferentes medidas de prevención (Pérez y  
Rico, 2004). En los últimos años, las  
enfermedades causadas por virus han  
ocasionado fuertes pérdidas económicas en la  
producción de chile en México. Estas  
enfermedades se han incrementado en casi  
todas zonas productoras del país (Rico, 2002).  
La incidencia de las enfermedades virales varía  
de un año a otro y depende de las condiciones  
climáticas, el manejo del cultivo y el control  
químico, biológico y cultural de insectos vectores  
y malezas hospederas (Agrios, 2004). Los virus  
son considerados como el grupo de agentes  
patógenos más importantes y peligrosos en  
plantas (Agrios, 2004). Su característica  
principal es la gravedad del daño que ocasionan  
y la dificultad para combatirlos (Pérez y Rico,  
Desde mediados de los 80´s, los  
geminivirus (con genoma de DNA) comenzaron  
a tener un papel importante, causando pérdidas  
en el rendimiento del cultivo de chile. Los  
geminivirus que se reportan son: “Virus rizado  
amarillo del chile”, “Virus planta atigrada del  
chile” (VPACh) y geminivirus Virus huasteco del  
chile (VHCh).Además se han encontrado en una  
sola planta varios tipos de virus como; VJT-VMP,  
VJT-VMP-VMAT. En Puebla, en 1979, se  
presentó una epífitia que afectó una superficie  
de 1,200 ha de chile. Esta enfermedad fue  
nombrada “Virus planta atigrada del chile”, por  
el color amarillo en ciertas áreas de las hojas.  
Las mermas en rendimiento fueron desde  
insignificantes hasta del 100%, según la etapa  
de desarrollo del cultivo cuando fue infectado.  
En Tamaulipas en 1986, se consignó una  
enfermedad viral llamada “Virus rizado amarillo”  
que afectó en un 90% el rendimiento del chile  
del tipo serrano y jalapeño y un 80% en 1997,  
tornándose así en un serio problema para este  
cultivo en el norte del país (Pérez et al., 2004).  
En el estado de Guanajuato se muestrearon  
plantas de chile confirmándose la presencia de  
los virus PVY, TbRV y CMV, siendo el virusTbRV  
el más virulento (Pérez et al., 2004).  
2004; González y Delgadillo, 1989; Harris, 1994).  
En México, los virus que se han encontrado  
en plantaciones de chile se ubican  
Las enfermedades causadas por virus  
limitan de manera importante la producción. Un  
virus puede provocar o inducir diferentes  
síntomas en diferentes cultivares de la misma  
especie. Es común que una sola planta esté  
infectada por más de un virus. Las mezclas de  
principalmente en cuatro familias: Potyviridae  
(
TEV, PVY y PepMV), Bromoviridae (CMV y  
AMV), Bunyviridae (INSV y TSWV) y  
Comoviridae (TRSV y ToRSV). Por otro lado,  
TMV, PMMoV, TBSV y TbRV sólo se han  
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LORETO ROBLES HERNÁNDEZ, ANA CECILIA GONZÁLEZ FRANCO, EMMA GILL LANGARICA, LUIS PÉREZ MORENO Y JULIO CESAR LÓPEZ DÍAZ:  
Virus fitopatógenos que afectan al cultivo de chile en México y análisis de las técnicas de detección  
virus causan síntomas que son claramente  
diferentes a las causadas por cualquiera de los  
virus de forma individual. Por otra parte, los  
síntomas de enfermedades causadas por virus  
pueden ser similares a los síntomas de  
deficiencias nutricionales y los daños por  
herbicidas. Por lo tanto, es difícil de diagnosticar  
las enfermedades virales basándose  
solamente en la sintomatología. El control de  
los virus en plantas es particularmente difícil,  
debido a la falta de variedades resistentes y la  
carencia de productos químicos que controlen  
la infección viral. Además, la mayoría de los  
virus en plantas son transmitidos por insectos  
y por lo tanto están muy dispersos en la  
naturaleza. La combinación de comunidades  
de plantas naturales que albergan los virus y  
los insectos vectores de vuelo crea un  
patosistema complejo. Los intentos de  
controlar algunos de los virus que infectan al  
cultivo de chile a través de insectos vectores  
se complica aún más por la capacidad de los  
insectos de desarrollar resistencia a los  
insecticidas, como en el caso de la mosca  
blanca, o para transmitir virus tan rápidamente  
que los insecticidas no son eficaces como  
ocurre con los áfidos que transmiten los virus  
en forma no persistente.Además, la naturaleza  
esporádica de brotes de virus complica aún  
más el manejo de las enfermedades virales  
triangulares en el citoplasma. La transmisión del  
TEV se da mecánicamente, por semilla y por  
áfidos de manera no persistente; se ha  
detectado en áfidos virulíferos de la especie  
Myzus persicae (Reddick, 2003). Se reporta la  
presencia del TEV en México, en el valle de  
Culiacán, norte de Sinaloa y Yucatán, aunque  
también es importante a nivel mundial, debido  
al daño que provoca en la producción de varios  
cultivos de interés económico, principalmente  
de la familia de las solanáceas. En México, este  
virus ha causado pérdidas en el rendimiento de  
chile, tomate y tabaco. Puede ocasionar  
necrosis en variedades de chile serrano y  
tomate. La sinuosidad de la nervadura central y  
el bandeado de las venas pueden asociarse con  
infecciones por el TEV en chile serrano (Pérez  
y Rico, 2004). Este virus provoca enchinamiento  
de las hojas, reducción del crecimiento,  
amarillamiento y un mosaico fuerte (coloración  
de tonos verde y amarillo). Los frutos se  
deforman y se tornan amarillentos, reduciendo  
la calidad comercial del producto (Reddick,  
2003) (Figura 1A).  
Virus del mosaico del pepino (CMV). Este  
virus pertenece a la familia Bromoviridae y al  
género Cucumovirus. El CMV es un virus con  
partículas de 25 nm con simetría isométrica. La  
cápside está compuesta de 180 subunidades,  
está formado por tres cadenas de ARN y dos  
subgenomas. Su transmisión se facilita a través  
de la savia y también por medio de áfidos, como  
el áfido común del durazno, en forma no  
persistente; se transmite mecánicamente por  
semilla en melón y calabaza y por áfidos como  
Aphis gossypii y Myzus persicae (Astier et al.,  
(Murphy et al., 2003).  
Descripción de los virus que afectan  
al cultivo de chile  
Virus del jaspeado del tabaco (TEV). El  
TEV pertenece a la familia Potyviridae y al  
género Potyvirus; se observa como una varilla  
flexible al microscopio electrónico y causa la  
formación de inclusiones celulares granulosas  
y fibrosas vacuoladas extranucleares en  
tomate; la presencia de cristales intranucleares  
puede relacionarse con el virus del jaspeado  
del tabaco. Se han observado en chile, tomate  
y tabaco inclusiones del tipo citoplásmicas  
granulosas cerca del núcleo, casi de su mismo  
tamaño, e inclusiones nucleares de forma  
cuadrada, rectangular, además de cristales  
2006). Este virus fue encontrado por primera  
vez en 1974 en México, afectando plantas de  
chile en la región sur de Tamaulipas, en el Bajío  
y en Culiacán, Sinaloa. Actualmente se  
encuentra reportado en los estados de  
Tamaulipas, Sonora, Nayarit, Jalisco,  
Michoacán, Morelos, Guerrero, Guanajuato,  
Veracruz y Tabasco. Es muy común encontrar  
este virus asociado con otros, como el Virus  
jaspeado del tabaco, lo cual dificulta estimar los  
daños que causa por sí solo. Sin embargo, se  
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LORETO ROBLES HERNÁNDEZ, ANA CECILIA GONZÁLEZ FRANCO, EMMA GILL LANGARICA, LUIS PÉREZ MORENO Y JULIO CESAR LÓPEZ DÍAZ:  
Virus fitopatógenos que afectan al cultivo de chile en México y análisis de las técnicas de detección  
reporta un 83% de daño en el sur de  
Tamaulipas. En plantaciones de chile jalapeño  
en Jalisco se estima una incidencia del 90%.  
En 1985, en Veracruz y en Sinaloa se reportó  
hasta un 100% de daño (Pérez y Rico, 2004).  
En plantas de chile afectadas por este virus, se  
observa un mosaico que se inicia en la base de  
la hoja y una distorsión de la misma. El virus  
puede causar una defoliación, necrosis en  
puntos de crecimiento de plantas jóvenes y  
aborto de flor. En plantas en floración, causa  
necrosis o muerte de los tejidos nuevos  
provocando la caída de hojas jóvenes y de flores,  
con lo cual disminuye el número de frutos por  
planta. Generalmente, las ramillas y parte de  
los tallos presentan tejidos muertos (Pérez y  
Rico, 2004; Murphy, 2003) (Figura 1B).  
envés de los foliolos de algunas variedades de  
papa. Cuando el Virus Y de la papa aparece en  
mezcla con el Virus X de la papa, produce un  
mosaico rugoso, en el que las plantas se ven  
enanas y los tubérculos son de menor tamaño  
(Hull, 2002; Arteaga y Ponz, 2003; Astier, et al.,  
2006) (Figura 1C).  
Virus del mosaico del tabaco (TMV). Este  
virus pertenece al género Tobamovirus que aún  
no es ubicado en familia; con una partícula de  
una cadena de 300 nm x 18 nm con simetría  
helicoidal. La subunidad de la cápside es de 18  
KDa, se ha observado en Nicotiana tabacum  
var. xanthi. En chile y tomate infectados con el  
TMV se observan inclusiones citoplásmicas  
nucleares cuadradas y cristales hexagonales  
en el citoplasma (Astier et al., 2006). El TMV es  
muy infeccioso, se transmite por contacto en  
operaciones de trasplante o por el roce entre  
plantas enfermas y sanas. El virus se mantiene  
en tabaco seco, por lo que se recomienda que  
los trabajadores no fumen tabaco y éstos deben  
lavarse las manos al manipular las plantas. El  
virus es transmitido por áfidos y su transmisión  
por semilla ha sido reportado en Veracruz  
Virus Y de la papa (PVY). El PVY pertenece  
a la familia Potyviridae y al género Potyvirus,  
se caracteriza porque es un virus filamentoso  
flexible de 12 nm x 680-900 nm. Pueden  
distinguirse muchos grupos de razas de  
acuerdo a la severidad de síntomas sistémicos  
en tabaco, papa, tomate y chile. Los grupos más  
O
N
C
importantes son: PVY , PVY y PVY . Las  
inclusiones en forma de molino se observan en  
tabaco y papa infectados sistémicamente con  
(Pérez y Rico, 2004; Himmel, 2003; Astier et  
al., 2006). En México se ha reportado su  
presencia en el valle de Culiacán, Sinaloa y en  
Yurécuaro y Tanoato, Michoacán. Las hojas  
afectadas por el TMV muestran parches  
amarillos o verdes. Las áreas amarillas se  
secan y las plantas desarrollan y producen  
poco. Las hojas y frutos afectados se  
distorsionan y presentan un mosaico amarillo  
pálido (Figura 1D). El TMV causa lesiones  
locales y mosaico sistémico en Nicotiana  
tabacum var. xanthi. (Himmel, 2003; Astier et  
al., 2006).  
PVY;  
además  
induce  
inclusiones  
citoplasmáticas amorfas, granuladas y  
microcristales de forma cuadrada (Astier, et al.,  
2
006). El virus se transmite a través de  
tubérculos infectados de papa para semilla y  
por áfidos en forma no persistente; Myzus  
persicae es la especie más eficiente en muchas  
áreas y estaciones (Arteaga y Ponz, 2003;  
Astier, et al., 2006). Se ha reportado al PVY en  
México particularmente en Puebla, Toluca,  
Coahuila y Nuevo León. El PVY es considerado  
uno de los virus más dañinos en la papa, aunque  
también afecta a las plantas de chile, tomate y  
tabaco, causando pérdidas considerables en  
estos cultivos (Pérez y Rico, 2004). Los  
síntomas que produce varían, desde un  
moteado moderado a severo en la mayoría de  
sus hospederos, hasta un rayado de la hoja que  
es el resultado de las lesiones necróticas que  
se producen a lo largo de las nervaduras, en el  
Virus moteado atenuado del chile  
(PMMoV). El PMMoV es miembro del género  
Tobamovirus que aún no es ubicado en familia.  
Los viriones son rígidos, con partículas en forma  
de bastón, aproximadamente de 312 x 18 nm,  
son muy estables y pueden persistir en el  
ambiente por periodos largos de tiempo. El virus  
típicamente induce capas anguladas en el  
citoplasma en plantas de chile infectadas. No  
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LORETO ROBLES HERNÁNDEZ, ANA CECILIA GONZÁLEZ FRANCO, EMMA GILL LANGARICA, LUIS PÉREZ MORENO Y JULIO CESAR LÓPEZ DÍAZ:  
Virus fitopatógenos que afectan al cultivo de chile en México y análisis de las técnicas de detección  
se conoce un vector biológico para el PMMoV.  
La planta es infectada por desechos en el suelo  
y las semillas contaminadas son comúnmente  
el origen de la infección primaria en el campo.  
El virus puede permanecer por meses en el  
suelo en hojas infectadas, tallos y raíces (Green,  
acuerdo a la cepa viral del cultivo de chile y el  
tiempo de infección (Green, 2003) (Figura 1E).  
Virus moteado del chile (PepMoV). El  
PMMoV es miembro del género Potyvirus de la  
familia Potyviridae. Las partículas de estos virus  
son filamentosas de aproximadamente 737 nm  
de longitud. El genoma del PMMoV consiste de  
una molécula de una hebra de RNA de 9,640  
nucleótidos de largo (Hull, 2002). El PMMoV es  
transmitido de manera no persistente por ninfas  
y adultos de áfidos (Myzus persicae). Otras  
especies de áfidos sirven de vectores pero M.  
persicae es considerado el más eficiente. La  
transmisión por semilla de PMMoV es frecuente  
en el cultivo de chile y maleza de la familia de  
las solanáceas. La mezcla de infecciones de  
PMMoV, PVY y TEV ocurre frecuentemente en  
el campo (Murphy y Zitter, 2003; Hull, 2002). El  
Virus moteado del chile se ha encontrado al sur  
de Estados Unidos, California, México y Centro  
2003; Hull, 2002). El Virus moteado atenuado  
del chile se ha manifestado en todo el mundo  
en plantas de chile. El PMMoV reduce  
drásticamente la producción de fruto. Brotes  
severos de este virus se han reportado en  
México y España en campo e invernaderos. La  
mezcla de infecciones del PMMoV con otro  
Tobamovirus, como el TMV y el ToMV es muy  
común en campo. El PMMoV generalmente  
causa síntomas leves, semejantes al moteado  
y mosaico verde o amarillo, en hojas de plantas  
de chile. Los frutos son pequeños, con moteado  
y deformados, con hundimiento o áreas  
necróticas o ambos. Los síntomas varían de  
Figura 1. Principales síntomas ocasionados por los virus fitopatógenos: Virus jaspeado del tabaco (TEV) (A),  
Virus del mosaico del pepino (CMV) (B),Virus Y de la papa (PVY) (C), Virus del mosaico del tabaco  
(
TMV) (D), Virus moteado atenuado del chile (PMMoV) (E), Virus moteado del chile (PepMoV) (F).  
77  
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LORETO ROBLES HERNÁNDEZ, ANA CECILIA GONZÁLEZ FRANCO, EMMA GILL LANGARICA, LUIS PÉREZ MORENO Y JULIO CESAR LÓPEZ DÍAZ:  
Virus fitopatógenos que afectan al cultivo de chile en México y análisis de las técnicas de detección  
América. En un ambiente controlado, semejante  
a un invernadero este agente infeccioso puede  
desarrollar lesiones cloróticas en hojas de  
algunas variedades de chile. Las hojas jóvenes  
inoculadas inicialmente desarrollan un  
pronunciado a moderado moteado. El moteado  
ocasiona que las hojas jóvenes infectadas  
tiendan a ser pequeñas en comparación con  
hojas de plantas sanas y son frágiles. En  
Capsicum frutescens “Tabasco”, el PMMoV  
induce lesiones necróticas locales en hojas  
inoculadas. La infección en etapas tempranas  
del desarrollo de las plantas puede impedir el  
crecimiento de las hojas (Murphy y Zitter, 2003)  
rendimiento de hasta un 65% (Creamer, 2003).  
Los síntomas típicos en plantas infectadas de  
chile con el AMV son mosaico amarillo brillante  
en hojas o manchas blancas en un patrón de  
mosaico en las hojas. Las plantas infectadas  
cuando son jóvenes se atrofian y producen  
frutos deformes (Astier et al., 2006; Creamer,  
2003) (Figura 2A).  
Virus de la mancha anular del tabaco  
(
TRSV). Este virus pertenece a la familia  
Comoviridae y al género Nepovirus. El TRSV  
consta de dos partículas de 28-30 nm con  
simetría isométrica. La subunidad de la cápside  
es de 57 KDa. El TRSV es transmitido por los  
nematodos Longidorus spp. y Xiphinema spp.  
No se ha encontrado transmisión por semilla  
de chile (Hull, 2002; Astier et al., 2006). Se ha  
detectado en plantaciones comerciales de  
chile en Ciudad Delicias, Chihuahua y Yucatán  
(Pérez y Rico, 2004). El síntoma mayor en  
TRSV, se presenta en forma de anillos  
concéntricos y líneas irregulares en las hojas  
y algunas veces en el fruto. Las líneas pueden  
consistir de tejidos amarillosos o puede ser  
debido a la muerte de las capas superficiales  
de células (Hull, 2002; Pérez y Rico, 2004)  
(Figura 2B).  
(Figura 1F).  
Virus del mosaico de la alfalfa (AMV). El  
AMV es miembro del género Alfamovirus, de  
la familia Bromoviridae. El genoma del AMV  
consta de tres componentes distintos de ARN  
de cadena simple junto con un componente  
subgenómico deARN, unARN mensajero, que  
codifica la proteína de la cápside viral. El virión  
completo consta de cuatro partículas  
baciliformes de 18 nm y 30-56 nm de largo  
(
Astier et al., 2006). El AMV es transmitido de  
manera no persistente por lo menos en 14  
especies de áfidos, incluido el áfido verde del  
durazno (Myzus persicae), el áfido del guisante  
o chícharo (Acyrthosiphon pisum), y el áfido  
azul de la alfalfa (A. kondoi). Los vectores  
pueden adquirir el virus después de pocos  
minutos de alimentarse de plantas infectadas  
y pueden inmediatamente transmitirlo a plantas  
sanas. La transmisión al cultivo de chile es una  
función de la presión (fuerza) de población  
causada por áfidos transitorios más que por  
el número de áfidos colonizadores (Creamer,  
Virus del achaparramiento arbustivo del  
tomate (TBSV). El TBSV es miembro del  
género Tombusvirus que aún no es ubicado  
en familia. El TBSV tiene un molécula de una  
cadena de ARN (4.7 Kb). Las otras proteínas,  
incluyendo la subunidad de la cápside, son  
expresados en un ARN subgenómico (Astier  
et al., 2006). El virus moteado del chile se ha  
encontrado en Estados Unidos y México (Hull,  
2
002). En las hojas apicales de tomate se  
2
003). El AMV se produce en todo el mundo y  
observa un fuerte amarillo a veces con  
necrosis que pueden llegar hasta el pecíolo y  
tallo; otras veces las hojas aparecen de un  
fuerte color morado y en los frutos se observa  
fuertes necrosis con zonas hundidas,  
manchas y deformaciones (Figura 2C). Se  
transmite por suelo y agua, por contacto, de  
forma mecánica, por propagación vegetativa y  
algunas veces por medio del hongo Olpidium  
brassicae (Hull, 2002; Astier et al., 2006).  
afecta a una amplia gama de cultivos y  
malezas; es causa de importantes pérdidas  
en los cultivos de chile en países como  
Bulgaria, Hungría, Yugoslavia y México. La  
infección se produce cada año en el oeste de  
Estados Unidos, pero la enfermedad no suele  
ser económicamente importante, salvo en los  
chiles cultivados cerca de los campos de  
alfalfa. El AMV puede causar pérdidas en el  
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LORETO ROBLES HERNÁNDEZ, ANA CECILIA GONZÁLEZ FRANCO, EMMA GILL LANGARICA, LUIS PÉREZ MORENO Y JULIO CESAR LÓPEZ DÍAZ:  
Virus fitopatógenos que afectan al cultivo de chile en México y análisis de las técnicas de detección  
Virus del cascabel del tabaco (TbRV). Este  
virus pertenece al género Tobravirus que aún  
no es ubicado en familia, el cual consta de un  
par de partículas con dimensiones de 22 x 180-  
15 y 46-115 nm, con simetría helicoidal; es  
transmitido por varias especies de nematodos  
de los géneros Trichodorus y Paratrichodorus  
Hull, 2002; Astier et al., 2006). El virus del  
nucleocápside tiene simetría helicoidal. El  
virus es transmitido por material vegetativo  
contaminado y determinadas especies de  
trips. El vector más importante es el trips  
occidental (Frankliniella occidentalis) en  
forma persistente, el cual es capaz de  
permanecer virulífero mucho tiempo. Este  
vector también radica en malezas (Robert,  
2
(
cascabel del tabaco existe en muchas partes  
del mundo (Pérez y Rico, 2004). Afecta a  
muchas plantas hospederas y produce  
síntomas que van desde el enrollamiento o  
plegamiento de las hojas, colapso de las  
nervaduras y necrosis sistémica en el tabaco  
y moteado y mancha anular suberosa del tallo  
en la papa, hasta las manchas anular y  
amarilla del chile, remolacha azucarera y otras  
plantas (Pérez y Rico, 2004; Hull, 2002)  
2
009; Astier et al., 2006). El Virus mancha  
necrótica del impaciente (INSV) es un  
problema histórico en México, Estados  
Unidos y Hawái (Astier et al., 2006). El virus  
se ha observado en los cultivos de chile y  
tomate, también en la floricultura. Los  
síntomas en chile se presentan como  
distorsión en las hojas y en el fruto se  
desarrollan anillos necróticos. En el tomate  
se presenta necrosis en las hojas y la planta  
puede llegar a marchitarse totalmente. En el  
fruto ocasiona manchas necróticas  
circulares (Robert, 2009; Astier et al., 2006)  
(
Figura 2D).  
Virus de la mancha anular del tomate  
ToRSV). Este virus pertenece a la familia  
(
Comoviridae y al género Nepovirus. El  
ToRSV es un virus poliédrico de 28 nm de  
diámetro, que se transmite por el nematodo  
Xiphinema. En algunos hospedantes, este  
virus también se transmite a través de las  
semillas (Pérez y Rico, 2004; Hull, 2002). La  
Mancha anular del tomate se encuentra  
ampliamente distribuida en Norteamérica y se  
ha detectado también en otras partes del  
mundo. No es de menor importancia para la  
producción de tomate, y además, en su caso,  
infecta a muchas otras plantas hospedantes  
y ocasiona pérdidas importantes en muchos  
hospedantes perennes (Pérez y Rico, 2004).  
Este virus produce sobre todo mosaicos y  
manchas anulares, y en ocasiones se  
acompaña de necrosis sistémica; sin  
embargo, en plantas hospedantes perennes,  
a menudo no causa síntomas característicos  
en el follaje, si no afecta la base de la planta  
(
Figura 2F).  
Virus de la marchitez manchada del  
tomate (TSWV). Este virus pertenece a la  
familia Bunyaviridae y al género Tospovirus;  
La partícula es globular pleomórfica de 80-  
1
00 nm. El virus contiene tres partículas  
ribonucleoproteícas (Astier et al., 2006). En  
tomate se han observado inclusiones  
citoplásmicas amorfas y esféricas muy cerca  
del núcleo o adyacentes a este; las  
inclusiones de mayor tamaño son  
vacuoladas. El virus de la marchitez  
manchada del tomate es transmitido por trips  
en forma persistente y es adquirido  
únicamente en estado ninfal y no por adultos;  
sin embargo, los adultos lo transmiten. Las  
especies más importantes son: Trips tabaci,  
Frankliniella fusca, F. schultezei y F.  
occidentalis. El virus también se transmite  
mecánicamente y por semilla (Pérez y Rico,  
(
Pérez y Rico, 2004; Hull, 2002) (Figura 2E).  
2
004; Adkins, 2003). Este virus se ha  
Virus mancha necrótica del impaciente  
manifestado en diversas partes del mundo,  
y en México, se señala su presencia en el  
norte de Sinaloa, Villa Guerrero, Morelos; en  
Yurécuaro y Tanoato, Michoacán.  
(
INSV). El virus es miembro del género  
Tospovirus de la familia Bunyviridae. Su  
forma general es irregular, esférica y la  
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LORETO ROBLES HERNÁNDEZ, ANA CECILIA GONZÁLEZ FRANCO, EMMA GILL LANGARICA, LUIS PÉREZ MORENO Y JULIO CESAR LÓPEZ DÍAZ:  
Virus fitopatógenos que afectan al cultivo de chile en México y análisis de las técnicas de detección  
Figura 2. Principales síntomas ocasionados por los virus fitopatógenos: Virus del mosaico de la alfalfa (AMV)  
(
A), Virus de la mancha anular del tabaco (TRSV) (B), Virus del achaparramiento arbustivo del  
tomate (TBSV) (C), Virus cascabel del tabaco (TbRV) (D), Virus de la mancha anular del tomate  
ToRSV) (E), Virus mancha necrótica del impaciente (INSV) (F), Virus de la marchitez manchada  
(
del tomate (TSWV) (G).  
Desde hace varios años el TSWV se  
identificó en la región de Villa Guerrero,  
causando pérdidas superiores al 60%. En  
Sinaloa, se encuentra una variante muy  
destructiva que provoca el tizón de las puntas,  
la cual puede causar más del 50% de pérdidas  
en los rendimientos de tomate y de chile  
peciolo se presentan manchas o líneas  
similares de color café oscuro. Las plantas  
infectadas presentan escaso desarrollo y hojas  
marchitas; hay curvamiento de los peciolos  
hacia abajo y muerte descendente de estos.  
La característica más importante es que los  
frutos presentan unos círculos necróticos  
(Pérez y Rico, 2004;Adkins, 2003) (Figura 2G).  
(
Pérez y Rico, 2004). Los síntomas son una  
necrosis en los foliolos de las hojas. En tallo y  
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Virus fitopatógenos que afectan al cultivo de chile en México y análisis de las técnicas de detección  
Técnicas de detección e identificación  
de virus fitopatógenos  
ELISA indirecto. Este método es  
ampliamente usado para la detección de  
especies de virus específicos. La especificidad  
de la prueba está dirigida por el antígeno de la  
fase sólida, el cual puede ser de alta pureza y  
bastante caracterizado o relativamente crudo y  
no caracterizado (Roitt et al., 1993), consiste  
en la adsorción del antígeno a una placa de  
poliestireno seguida de la adición del anticuerpo  
específico, el cual reacciona con el antígeno  
adheridos a la placa, enseguida se agrega el  
anticuerpo secundario conjugado a la enzima.  
Una vez formada la secuencia biológica de  
antígeno más anticuerpo, más anticuerpo  
secundario ligado a una enzima, se adiciona el  
sustrato, el cual es hidrolizado por la enzima  
dando lugar a un cambio de color de la solución  
y esto permite determinar los resultados  
visualmente y cuantificarlos espectrofoto-  
métricamente por medio de un lector de  
microplacas (Figura 3) (Providencia y  
Fernández, 2004).  
Dentro de las técnicas más comunes para  
la identificación de virus se encuentran la  
identificación por síntomas, pruebas fisiológicas  
en plantas indicadoras, pruebas serológicas y  
de biología molecular. Sin embargo, la  
identificación de los virus por sintomatología no  
es confiable, debido a que dichos síntomas se  
pueden confundir con desórdenes nutricionales  
o por daños causados por herbicidas. Por otro  
lado, las técnicas más eficientes y confiables  
son las serológicas como ELISA y las de biología  
molecular como RT-PCR y PCR-MULTIPLEX  
por su alta sensibilidad, las cuales se describen  
a detalle en los siguientes apartados.  
Ensayo Inmunoadsorbente Ligado a una  
Enzima (ELISA). La prueba de ELISA es un  
método muy confiable y rápido para la detección  
de virus fitopatógenos, ya que hace posible la  
detección de cantidades muy pequeñas de estos  
agentes en órganos de plantas enfermas (Cruz  
y Frías, 1997). La optimización y automatización  
de la técnica ELISA, se ha convertido en una  
valiosa herramienta de detección y diagnóstico  
de enfermedades causadas por virus (Clark y  
Adams, 1977), ya que ha permitido la elaboración  
de estrategias de manejo integrado de  
enfermedades, mejorando la calidad y sanidad  
de los cultivos, así como su competitividad y  
rentabilidad. La importancia del uso de ELISA  
radica en su sensibilidad, que permite detectar  
la presencia de patógenos importantes en  
especies o variedades de plantas que sean  
tolerantes o resistentes, aún cuando no muestren  
síntomas (Ezequiel et al., 2006). La  
sensibilización de ELISA es superior a otras  
pruebas serológicas, por lo que ha sido utilizada  
ampliamente para la detección de diversos  
patógenos en plantas (Cruz y Frías, 1997). Para  
una mayor precisión, se han desarrollado algunas  
variantes de ELISA que permiten desde la  
cuantificación de un antígeno en solución hasta  
la detección de un anticuerpo en una solución.A  
continuación se describen los tipos de ELISA más  
comunes (Reina, 2003).  
Figura 3. ELISA indirecto. Los anticuerpos (Ab) de una  
especie en particular reaccionan con el  
antígeno (Ag) unido a la fase sólida. Los  
anticuerpos unidos son detectados por la  
adición de un antisuero específico (Anti-Ab)  
marcado con enzima (E). Después de un  
período de incubación y lavado, el sustrato (O)  
se añade y permite el cambio o desarrollo del  
color (Roitt et al., 1993).  
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Virus fitopatógenos que afectan al cultivo de chile en México y análisis de las técnicas de detección  
ELISA directo. Esta variante de ELISA  
consiste en la adsorción de anticuerpos  
específicos a una placa de poliestireno seguida  
de la adición de los antígenos, los cuales  
reaccionan con los anticuerpos adheridos a la  
placa. Enseguida se agregan anticuerpos  
ligados con enzimas que se adhieren a los  
patógenos capturados en la placa. Una vez  
formada la secuencia biológica de anticuerpo  
más antígenos, más anticuerpo ligado a una  
enzima, se adiciona el sustrato, el cual es  
hidrolizado por la enzima dando lugar a un  
cambio de color de la solución y esto permite  
determinar los resultados visualmente y  
cuantificarlos espectrofotométricamente por  
medio de un lector de microplacas (Cultek,  
con mucho éxito para la detección de virus en  
ajo (Pérez et al., 2006) y chile (Pérez et al., 2004)  
en el estado de Guanajuato. La técnica de DAS-  
ELISA consiste en la adsorción de anticuerpos  
específicos a una placa de poliestireno seguida  
de la adición de los antígenos, los cuales  
reaccionan con los anticuerpos adheridos a la  
placa. Para formar el sándwich se agregan  
nuevamente anticuerpos ligados con enzimas  
que se adhieren a los antígenos capturados en  
la placa. Una vez formada la secuencia biológica  
de anticuerpo, más antígenos, más anticuerpo  
ligado a una enzima, se adiciona el sustrato, el  
cual es hidrolizado por la enzima dando lugar a  
un cambio de color de la solución y esto permite  
determinar los resultados visualmente y  
cuantificarlos espectrofotométricamente por  
medio de un lector de microplacas (Figura 5)  
2006). Una desventaja de esta estrategia es que  
puede generar un diagnóstico deficiente debido  
a que los antígenos raramente están marcados  
y por ello pueden ser sobre o subestimados  
(Cruz y Frías, 1997). Se debe tener en cuenta  
que los preparativos para determinar el antígeno  
no se pueden conectar directamente a  
microplacas, ya que están en baja concentración  
o que se encuentran en altas concentraciones  
de contaminación de proteínas (Roitt et al., 1993).  
(Figura 4) (Roitt et al., 1993).  
Figura 4. Directo-antígeno marcado. El antígeno (Ag)  
marcado con la enzima (E), pueden ser  
capturados con anticuerpos (Ab) unidos a la fase  
sólida. Después de un período de incubación y  
lavado, el sustrato (O) se añade y permite el  
cambio o desarrollo del color (Roitt et al., 1993).  
Figura 5. ELISA sándwich-directo. Este sistema aprovecha  
los anticuerpos (Ab) unidos a la fase sólida a la  
captura del antígeno (Ag). Esto es detectado  
utilizando una enzima (E) marcada con el suero  
específico (Anti-Ab) para el antígeno. El anticuerpo  
se marca con la detección de la enzima. Después  
de un período de incubación y lavado, el sustrato  
(O) se añade y permite el cambio o desarrollo del  
color (Roitt et al., 1993).  
DAS-ELISA. Esta técnica se le conoce como  
ELISA tipo sándwich y es un tipo de ELISA directo  
que se emplea más comúnmente para la  
detección e identificación de virus fitopatógenos  
(Cruz y Frías, 1997). Este método se ha utilizado  
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Virus fitopatógenos que afectan al cultivo de chile en México y análisis de las técnicas de detección  
Reacción en Cadena de la Polimerasa  
PCR). Con la técnica de PCR se obtiene un  
temperatura a 50-70ºC durante 20-40 segundos,  
permitiendo así el alineamiento. Los puentes de  
hidrógeno estables entre las cadenas de ADN  
(unión ADN-ADN) sólo se forman cuando la  
secuencia del oligo es muy similar a la  
secuencia del ADN molde. Los oligos actuarán  
como límites de la región de la molécula que va  
a ser amplificada.  
(
gran número de copias a partir de un fragmento  
de ADN. Esta técnica se emplea para la  
identificación de virus, bacterias, personas, etc.  
Esta técnica se fundamenta en la propiedad de  
las ADN polimerasas para replicar hebras de  
ADN. Se emplean ciclos de altas y bajas  
temperaturas alternadas para separar las  
hebras de ADN recién formadas entre sí, tras  
cada fase de replicación. Después, se unen a  
polimerasas para que vuelvan a duplicarse. Las  
ADN polimerasas termoestables utilizadas, son  
extraídas de microorganismos adaptados a vivir  
altas temperaturas. El proceso de la PCR está  
automatizado mediante un termociclador, el  
cual permite calentar y enfriar los tubos de  
reacción para cada etapa. (Klug y Cummings,  
En la etapa de elongación de la cadena, la  
ADN polimerasa toma de molde el fragmento  
de ADN para sintetizar la cadena  
complementaria, partiendo del oligo para la  
síntesis del nuevo ADN. Para lo anterior, la  
polimerasa va añadiendo los dNTP’s  
complementarios en dirección 5' - 3', uniendo  
el grupo 5'- fosfato de los dNTPs con el grupo  
3'- hidroxilo de la hebra del ADN creciente. La  
temperatura y el tiempo para este paso depende  
de la ADN polimerasa empleada y del tamaño  
del fragmento a amplificar.  
1
999; Madigan et al., 2008). Los componentes  
de esta técnica son: (i) desoxinucleótidos  
trifosfato (dNTPs), (ii) sustrato para polimerizar  
nuevo ADN, (iii) dos oligos, complementarios a  
una de las dos hebras del ADN que son  
secuencias cortas de 6 a 40 nucleótidos que  
son reconocidos por la polimerasa permitiendo  
iniciar la reacción, (iv) los iones divalentes de  
La etapa de terminación, se lleva a cabo a  
una temperatura de 70-74°C durante 5-15  
minutos en el último ciclo de PCR para asegurar  
que cualquier ADN de cadena simple restante  
sea totalmente amplificada. Finalmente, la etapa  
de conservación se lleva a cabo de 4 a 15°C  
durante un tiempo indefinido para conservar la  
reacción a corto plazo.  
magnesio como MgCl o monovalentes como  
2
el potasio, (v) una solución amortiguadora que  
mantiene el pH en rangos adecuados para el  
funcionamiento óptimo de la polimerasa, (vi) la  
Taq polimerasa, (vii) el fragmento de ADN que  
se va a amplificar y (viii) el termociclador. El  
proceso de PCR generalmente consiste en una  
serie de 20 a 35 ciclos conformados por varias  
etapas (Campbell y Farrell, 2003; Walter y  
Gingold, 1997).  
Para verificar que la PCR ha generado el  
fragmento de ADN deseado, se emplean  
técnicas de electroforesis que separan los  
fragmentos de ADN generados de acuerdo a  
su carga, longitud y tamaño. La electroforesis  
se realiza en geles de agarosa para fragmentos  
grandes y en acrilamida para fragmentos  
pequeños. Existen variantes de PCR,  
incluyendo PCR anidada, PCR in situ, PCR  
multiplex, RT-PCR y PCR tiempo real (Q-PCR)  
En la etapa de desnaturalización se  
separan las hebras del fragmento deADN. Este  
paso puede realizarse con un incremento en la  
temperatura, donde comúnmente es a 95ºC; sin  
embargo, este valor depende de la proporción  
de G+C y del largo de la cadena de ADN. Otros  
métodos utilizan sales minerales como agentes  
químicos para realizar la desnaturalización.  
(
1
Campbell y Farrell, 2003; Walter y Gingold,  
997). Las variantes de PCR más utilizadas  
para la detección e identificación de virus  
fitopatógenos son PCR multiplex y RT-PCR.  
Transcripción Reversa-Reacción en Cadena  
de la Polimerasa (RT-PCR). La RT-PCR es una  
técnica que en la biología molecular se utiliza  
ampliamente para identificar virus deARN. Para  
su aplicación se necesita la transcriptasa reversa  
En la etapa de alineamiento, los oligos se  
unen a su secuencia complementaria en elADN  
molde. Para ello es necesario bajar la  
83  
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Virus fitopatógenos que afectan al cultivo de chile en México y análisis de las técnicas de detección  
para realizar la conversión del ARN a ADNc. A  
partir de una mínima cantidad deARN se puede  
obtener millones de copias en pocas horas. La  
transcriptasa reversa es una enzima de tipoADN-  
polimerasa que tiene como función sintetizar  
ADNc de cadena sencilla utilizando como molde  
ARN monocatenario. Esta enzima se encuentra  
presente en los retrovirus. Una forma sencilla de  
síntesis de ADNc de cadena sencilla por medio  
de la transcriptasa reversa, es partir de un oligo  
cola de poli-T que establece bases  
complementarias con la cola de poli-A del ARN  
transcrito. El híbrido puede separarse mediante  
ribonucleasas, y con la acción de una ADN-  
polimerasa y un nuevo oligo, se completa la hebra  
de ADN para formar la doble hebra. El virus de  
RNA contiene en el interior una DNA polimerasa  
dependiente de RNA denominada transcriptasa  
reversa. Durante la infección el genoma de RNA  
monohebra y la enzima penetran en la célula del  
hospedero. Esta enzima cataliza primero la  
síntesis de una cadena de DNAc del RNA vírico.  
A continuación degrada la cadena de RNA del  
hibridoARN-ADN vírico y lo reemplaza por DNA.  
La integración es catalizada por una integrasa  
codificada por el virus. La transcriptasa inversa  
requiere un oligo para iniciar la síntesis de DNA.  
El cebador es un tARN incluido dentro de la  
partícula vírica, obtenido durante una infección  
anterior. Este tARN se une en su extremo 3´ con  
una secuencia complementaria del RNA vírico.  
La nueva cadena de DNA se sintetiza en dirección  
contaminación cruzada con productos de PCR  
amplificados anteriormente es alto. Este  
problema se vuelve aún más grave cuando se  
clonan los productos. Comparado con la PCR  
simple, la PCR-multiplex tiene una serie de  
ventajas. Consiste en obtener información de  
varios loci (posición fija sobre un cromosoma,  
un ejemplo es la posición de un gen) en una sola  
reacción, esto se logra mediante la amplificación  
de un número casi ilimitado de fragmentos de la  
misma cantidad de ADN molde que se utiliza  
para un único producto de PCR estándar. La  
especificidad de esta técnica es proporcionada  
por los oligos. Esta prueba reduce  
considerablemente la aparición de falsos  
positivos o contaminación. El éxito de la  
amplificación depende fundamentalmente de la  
sensibilidad del oligo, la especificidad y  
homogeneidad de la temperatura. La longitud  
máxima de los fragmentos amplificados por los  
oligos está limitada por el ADN molde. La ADN  
polimerasa utilizada en esta prueba no debe  
contener ADN para evitar la amplificación  
inespecífica. Algunas de las polimerasas  
utilizadas que producen altos rendimientos en  
condiciones desfavorables son Gold Taq,  
Platinum Taq y Accuprime Taq. Recientemente,  
esta técnica se ha estado estandarizando para  
algunos géneros de virus de plantas; se ha usado  
ampliamente para identificar el PVY y CMV. En  
el caso de PVY se ha utilizado para separar las  
N:O  
NTN  
N
O
variantes PVY , PVY , PVY y PVY en una  
misma reacción (Lorenzen et al., 2006).  
5´a 3´ como en todas las reacciones de las ARN  
Y ADN polimerasas (Nelson y Cox, 2006).  
Conclusiones  
PCR-MULTIPLEX. Para realizar esta prueba  
es necesario llevar a cabo la técnica  
Transcriptasa Reversa (TR) en virus con ARN.  
El PCR-Multiplex es un método en la cual se  
amplifica más de una secuencia en una misma  
reacción. Emplea dos o más pares de oligos en  
un único tubo con el fin de amplificar  
simultáneamente múltiples segmentos de ADN.  
Consiste en combinar en una única reacción los  
pares de oligos de los sistemas que se requieren  
amplificar simultáneamente, junto con el resto  
de los reactivos de la reacción en cantidades  
suficientes. Para evitar contaminación el área de  
trabajo debe ser en un lugar aislado. El riesgo de  
En este documento se describe la  
importancia de los virus de RNA que afectan el  
cultivo de chile en México y otros países.  
Asimismo, se analizan las técnicas serológicas  
y de biología molecular que han sido  
ampliamente utilizadas en la identificación de  
agentes de tipo viral que afectan al cultivo del  
chile. La técnica ELISA es una de las pruebas  
serológicas más utilizadas por presentar una  
amplia especificidad y confiabilidad en el  
diagnóstico de enfermedades virales. Por otro  
lado, RT-PCR y PCR-MULTIPLEX son los  
métodos de biología molecular más recientes  
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Virus fitopatógenos que afectan al cultivo de chile en México y análisis de las técnicas de detección  
HARRIS, M. (1994). Enfermedades virales de la calabacita. en:  
Katty O Keelffe Johns Smark, Ana Reho, y Luís Ringer (eds).  
Productores de hortalizas. Willoughby, Ohio, EE.UU. pp 42-  
en la identificación de virus. RT-PCR se utiliza  
para identificar mayormente virus de ARN,  
mientras que PCR-MULTIPLEX se emplea para  
la identificación de virus tanto de ADN como de  
ARN. La ventaja que tiene este método con  
respecto al de RT-PCR es que se puede utilizar  
para identificar virus a nivel de serotipo como  
se ha demostrado en los virus PVY y CMV. Dicha  
información será de utilidad para los técnicos  
de campo y de laboratorio al conocer los  
principios y aplicaciones de las técnicas  
descritas, así también será de utilidad a los  
productores de chile para solicitar un diagnóstico  
más completo a fin de identificar de manera  
precisa los agentes virales y así prevenir las  
enfermedades virales antes de que representen  
un riesgo para el cultivo.  
43, 70.  
HIMMEL, P. T. (2003). Tobacco mosaic virus. Compendium of  
pepper diseases. APS PRESS. pp 38-39.  
HULL, R. (2002). Matthews plant virology. Fourth edition.Academic  
Press. San Diego, California. 1001 p.  
INIFAP. Instituto nacional de investigaciones forestales, agrícolas  
y pecuarias. (2008). URL: http://inifap.mx.  
KLEIN, M. (1992). Role of circulifer/neoaliturus in the transmission  
of plant pathogens. in: Advances in disease vector research.  
K. F. Harris. Springer-Verlag, New York. Vol. 9. pp 152-193.  
KLUG S.W., Cummings R.M. (1999). Conceptos de genética. Quinta  
edición. Prentice Hall. 814 p.  
LORENZEN, J. H., Piche, L. M., Gudmestad, N. C., Meacham, T.,  
Shiel, P. (2006). A multiplex PCR assay to characterize Potato  
virus Y isolates and identify strain mixtures. Plant Disease.  
9
0:935-940.  
MURPHY, J. F. (2003). Cucumber mosaic virus. Compendium of  
pepper diseases. APS PRESS. pp 29-31.  
MURPHY, J. F., Warren, C. E. (2003). Diseases caused by viruses.  
Compendium of pepper diseases. APS PRESS. pp 23-24.  
MURPHY, J. F., Zitter, T.A. (2003). Pepper mottle virus. Compendium  
of pepper diseases. APS PRESS. pp 33-34.  
Literatura citada  
ADKINS, S. (2003). Tomato spotted wilt virus. Compendium of  
pepper diseases. APS PRESS. pp 39-40.  
AGRIOS, G. N. (2005). Plant pathology. Fith edition. Elsevier  
Academic Press. San Diego, CA. 922 p.  
ARTEAGA, L. M., Ponz, F. (2003). Virus Y de la papa. Compendium  
of pepper diseases. APS PRESS. pp 35-36.  
ASTIER, S., Albouy, J., Maury, Y., Robaglia, C., Lecoq, H. (2006).  
Principles of plant virology; genome pathogenicity, virus  
ecology. First edition. Science Publishers. 472 p.  
BERG, J. M., Tymoczko, J. L., Stryer, L. T. (2002). Biochemestry.  
Fifth edition. W. H. Freeman and Company, New York. 894 p.  
CAMPBELL, M. K., Farrell, S. O. (2003). Biochemestry. Fourth edition.  
Thomson. 725 p.  
CLARK, M.F.,Adams,A. N. (1977). Characteristics of the microplate  
method of enzyme-linked immunosorbent assay for the  
detection of plant viruses. General Virology. 34: 475-483.  
CREAMER, R. (2003). Alfalfa mosaic virus. Compendium of pepper  
diseases. APS PRESS. pp 24-26.  
CRUZ, F. M. y Frías, T. G.A. (1997). Guía ilustrada de la prueba de  
inmunoabsorción con enzimas ligadas para la detección de  
fitopatógenos. Secretaría de Agricultura, Ganadería y  
Desarrollo Rural, Subsecretaría de Agricultura y Ganadería,  
Comisión Nacional de SanidadAgropecuaria, Dirección General  
de Sanidad Vegetal, Centro Nacional de Referencia de  
Diagnóstico Fitosanitario. México, DF. 23 p.  
CULTEK. (2006). Fundamentos y tipos de ELISAS. Protocolo y  
técnicas. URL: http//www.cultek.com.  
DE LA PROVIDENCIA, L. y Fernández, F. (2004). Factibilidad del uso  
de una ELISA indirecto para la detección de Glomus clarum.  
Cultivos tropicales. Vol 25. No 2. pp 19-22.  
GONZÁLEZ, L. R. y Delgadillo, S. F. (1989), Inclusiones producidas  
por algunos virus fitopatógenos. Memorias del XIV congreso  
nacional de la sociedad mexicana de fitopatología. Jalapa,  
Veracruz, México. Resumen, p 89.  
GREEN, S. K. (2003). Pepper mild mottle virus. Compendium of  
pepper diseases. APS PRESS. pp 32-33.  
NELSON, L.D., Cox M.C. (2006). Lehninger principios de bioquímica.  
Cuarta edición. Omega. 1119 p.  
NÚÑEZ, F; Ortega, G. R, y Costa, J. (1996). El cultivo de pimientos,  
chiles y ajíes. Editorial Mundi Prensa. España. 607 p.  
PÉREZ, M. L., y Rico, J. E. (2004). Virus fitopatógenos en cultivos  
hortícolas de importancia económica en el estado de  
Guanajuato. Primera edición. Universidad de Guanajuato. p  
143.  
PÉREZ, M. L.; y Rico, J. E. (2006). Identificación de virus  
fitopatógenos en ajo (Allium sativum L.), en el Estado de  
Guanajuato, México. Universidad de Guanajuato, 25:11-17.  
POZO, C. O. 2004. Importancia económico-social y cultural del  
chile. 1-8 pp. En: curso-taller producción y manejo integral del  
cultivo del chile. Folleto técnico No. 2. CONAPROCH. Tampico,  
Tamaulipas, México. 68 p.  
REDDICK, B. B. (2003). Tobacco etch virus. Compendium of pepper  
diseases. APS PRESS. p 38.  
REINA, M. (2003). Métodos en biología celular. Material docente  
diseñado y elaborado por Manuel Reina. URL: http://  
www.ub.es/biocel/wbc/tecnicas/elisa.htm  
RICO, J. E. (2002). Identificación de virus fitopatógenos en cultivos  
hortícolas de importancia económica en el estado de  
Guanajuato. Tesis de licenciatura. Instituto de Ciencias  
Agrícolas de la Universidad de Guanajuato, Irapuato,  
Guanajuato, México. p 267.  
ROBERT, L. W. (2009). Greenhouse crops and floriculture. UMass  
extension. The college of natural sciences. Department of  
Microbiology. URL: http://www.umass.edu.  
ROITT, I. M., Brostoff, J., Male, D. K. (1993) Immunology, Third  
edition. Mosby, St. Louis, MO. 34 p.  
SIAP-SAGARPA (2007). Servicio de la información  
agroalimentaria y pesquera de la secretaria de agricultura,  
ganadería, desarrollo rural, pesca y alimentación. Delegación  
en el Estado. Subdelegación de planeación. URL: http://  
www.siap.sagarpa.gob.mx.  
SIKORA, J. E. (2004). Extension plant pathologist. Tabacco etch  
virus. Alabama and Mandaubur Universities. p190.  
WALKER, J. M., Gingold E.B. (1997). Biología molecular y  
biotecnología. Segunda edición. Acribia, S.A. 475 p.  
GREEN, S. K., Hikias, Y., Lesemann, D. E., Vetten, H. J. (1999).  
Characterization of chilli veinal mottle virus as a potyvirus  
distinct from pepper veinal mottle virus. Petria 9(3):332.  
85  
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Vol. IV, No. 2 • Mayo-Agosto 2010 •  
LORETO ROBLES HERNÁNDEZ, ANA CECILIA GONZÁLEZ FRANCO, EMMA GILL LANGARICA, LUIS PÉREZ MORENO Y JULIO CESAR LÓPEZ DÍAZ:  
Virus fitopatógenos que afectan al cultivo de chile en México y análisis de las técnicas de detección  
Este artículo es citado así:  
Robles-Hernández, L.,A. C. González-Franco, E. Gill-Langarica, L. Pérez Moreno y J. C. López-Díaz. 2010.  
Virus fitopatógenos que afectan al cultivo de chile en México y análisis de las técnicas de  
detección.TECNOCIENCIA Chihuahua 4(2): 72-86.  
Resúmenes curriculares de autor y coautores  
LORETO ROBLES HERNÁNDEZ. Es profesor investigador de la Facultad de Ciencias Agrotecnológicas de la Universidad Autónoma de  
Chihuahua. Obtuvo su doctorado en la Universidad de Idaho, USA, su Maestría y Licenciatura en la Universidad Autónoma de  
Chihuahua. Conduce investigación en enfermedades de plantas causadas por bacterias y virus, así como de diagnóstico y  
control de las mismas. El Dr. Robles imparte las materias de Fitopatología y Control Biológico en maestría, y Microbiología y  
Fisiología de Poscosecha en licenciatura. Asimismo, asesora estudiantes de maestría y licenciatura. Es responsable del área de  
Diagnóstico de Enfermedades de Plantas y Fisiología de Poscosecha del Laboratorio de Microbiología Aplicada, Fitopatología y  
Fisiología de Poscosecha, Facultad de Ciencias Agrotecnológicas, UACH.  
ANA CECILIA GONZÁLEZ FRANCO. Es profesor investigador de la Facultad de Ciencias Agrotecnológicas de la Universidad Autónoma de  
Chihuahua. Obtuvo su Doctorado en la Universidad de Idaho, USA, su Maestría y Licenciatura en la Universidad Autónoma de  
Chihuahua. Actualmente, conduce su investigación sobre enfermedades fúngicas, enfermedades virales y control biológico.  
Imparte las cátedras de Interacción microorganismo planta, Bioquímica, Química y Biotecnología.Asesora estudiantes de posgrado  
y licenciatura. Es miembro del Sistema Nacional de Investigadores. Actualmente, es responsable del área de Microbiología  
Aplicada y Biología Molecular en el Laboratorio de Microbiología Aplicada, Fitopatología y Fisiología de Poscosecha, Facultad de  
Ciencias Agrotecnológicas, UACH.  
EMMA MONSERRATH GILL LANGARICA. Obtuvo su grado de Licenciatura la Universidad Autónoma con la tesis titulada, “Caracterización de  
Rizobacterias para el Control de Fusarium y Rhizoctonia spp. en Chile”. Ha participado en varios congresos nacionales entre los  
que destacan XI Congreso Internacional/XXXVI Congreso Nacional de la Sociedad Mexicana de Fitopatología, A.C. y VI encuentro  
“Participación de la Mujer en la Ciencia”. Actualmente, estudia la Maestría en Ciencias de la Productividad Frutícola, Facultad de  
Ciencias Agrotecnológicas, Universidad Autónoma de Chihuahua con el proyecto de investigación titulado, “Identificación de virus  
fitopatógenos en el cultivo de chile (Capsicum annumm L.) para el estado de Chihuahua”.  
LUIS PÉREZ MORENO. Es profesor investigador de la División de Ciencias de la Vida de la Universidad de Guanajuato. Obtuvo su  
Doctorado en el Centro de Investigación y Estudios Avanzados (CINVESTAV), Campus Guanajuato, su Maestría en el Colegio de  
Postgraduados y su Licenciatura en la Universidad de Guadalajara. Actualmente, conduce su investigación sobre enfermedades  
de tipo viral y fúngico en los cultivos hortícolas, con énfasis en ajo y chile. El Dr. Pérez-Moreno imparte los cursos de Producción  
de Hortalizas, Manejo Integrado de Enfermedades y Diagnóstico de Enfermedades, entre otras. Es asesor de estudiantes de  
posgrado y licenciatura. Actualmente, es director de la División de Ciencias de la Vida (DICIVA-CIS-UG) y coordinador de la  
Maestría en Protección Vegetal de Hortalizas, responsable del cuerpo académico de Protección Vegetal. Es miembro del Sistema  
Nacional de Investigadores desde julio de 1987 hasta el 31 de diciembre de 2013. También cuenta con el reconocimiento profesor  
con perfil deseable por PROMEP-SEP.  
JULIO CÉSAR LÓPEZ DÍAZ. Es profesor investigador de la Facultad de Ciencias Agrotecnológicas de la Universidad Autónoma de  
Chihuahua. Obtuvo su Maestría en Administración de Negocios en Sul Ross State University y Maestría en Ciencias de la  
Productividad Frutícola en la Universidad Autónoma de Chihuahua. Actualmente, conduce su investigación en economía agrícola,  
estrategias de negocios, sistemas de calidad y mejora continua. Imparte las cátedras deAdministración Estratégica, Mercadotecnia  
Industrial y Planeación del Desarrollo Territorial. Asesora estudiantes de posgrado y licenciatura. Fue Director de la Facultad de  
Ciencias Agrotecnológicas y Director de Planeación de la UACH en los periodos 1992-1996 y 1996-2000, respectivamente.  
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