Alimentos  
Artículo arbitrado  
Proteína inhibidora de la poligalacturonasa en  
manzana mexicana (Malus domestica Borkh)  
Mexican apple (Malus domestica Borkh)  
polygalacturonase inhibitor protein  
1
,3,4  
1
1
VÍCTOR MANUEL GUERRERO-PRIETO  
, DAVID IGNACIO BERLANGA-REYES ,  
2
PAUL BARUK ZAMUDIO FLORES Y ESTEBAN SÁNCHEZ-CHÁVEZ  
Recibido: Febrero 2, 2011  
Aceptado: Septiembre 12, 2011  
Resumen  
Abstract  
La poligalacturonasa (PG) es una de las enzimas responsables  
de la pérdida de firmeza de la manzana. La determinación de la  
presencia y actividad de la proteína inhibidora de la  
poligalacturonasa (PIPG) es información de alta relevancia como  
base para otros trabajos, como los relacionados a la incidencia  
y severidad de enfermedades fungosas en poscosecha, como  
información básica para su control. Con esta finalidad, se  
determinó la presencia y actividad de la PIPG en frutos de manzana  
por medio de un análisis de difusión radial, determinando también  
índices de madurez y contenido de proteínas totales. Los 20  
frutos de cada cultivar, provenientes de una huerta comercial en  
Cuauhtémoc, Chihuahua, se cosecharon por fecha, pizcando al  
azar, bajo un diseño experimental completamente al azar. Los  
valores de mayor actividad de la PIPG, se presentaron en el mes  
de septiembre y fueron: ‘Golden Delicious’ 4.14 U, 29 de  
septiembre, 2009; ‘RedChief Delicious’ 3.21 U, 15 de septiembre,  
Polygalacturonase (PG) is one of the enzymes responsible for  
apple fruit firmness loss, therefore, the determination of the  
presence and activity of polygalacturonase inhibitor protein  
(PGIP) is highly relevant information for those studies related to  
incidence and severity of postharvest fungal diseases and  
their control. PGIP presence and activity were determined on  
apple fruit by a radial diffusion analysis, maturity indexes and  
total protein content were also quantified. Twenty apple fruits  
of each cultivar were sampled from a commercial orchard in  
Cuauhtemoc, Chihuahua, Mexico. Apple fruits were sampled  
by date, picking them at random, under a completely randomized  
experimental design. Highest activity values for PGIP occurred  
in September, they were: ´Golden Delicious´ 4.14 U, September  
29th, 2009, ´RedChief Delicious´ 3.21 U, September 15th, 2009  
and ´Rome Beauty´ 5.81 U, September 22nd, 2009. Total protein  
-1  
contents were; for ´Golden Delicious´ 3.06 g·g , for ´RedChief  
-1  
-1  
2
009 y ‘Rome Beauty’ 5. 81 U, 22 de septiembre, 2009. El  
Delicious´ 2.56 g·g and for ´Rome Beauty´ 2.14 g·g . The  
three evaluated cultivars had PGIP presence and activity, which  
was detected during the whole maturation period. No  
statistically significant differences in activity among cultivars  
were observed. The objective for this study was to identify the  
presence and activity of PGIP during the apple fruit maturation  
period on the evaluated cultivars.  
contenido de proteínas totales para ‘Golden Delicious’ fue 3.06  
-
1
-1  
g.g ; para ‘RedChief Delicious’, 2.56 g.g y para ‘Rome Beauty’,  
-1  
.14 g.g . Los tres cultivares mostraron presencia y actividad  
2
de la PIPG durante todo el periodo de maduración de la fruta. No  
se encontraron diferencias estadísticamente significativas en  
actividad entre cada cultivar. El objetivo de este estudio fue  
identificar la presencia y actividad de la PIPG durante la  
maduración de la manzana en los cultivares evaluados.  
Keywords: ethylene, maturity indexes, PGIP, total proteins.  
Palabras clave: etileno, índices de madurez, PIPG, proteínas  
totales.  
_
________________________________  
1
Fisiología y Tecnología de Alimentos de la Zona Templada. Centro de Investigación en Alimentación y Desarrollo, A. C. Av. Río  
Conchos s/n, Parque Industrial. Apdo. Postal 781. Cuauhtémoc, Chihuahua, México. Tel. 01(625)581-29-20.  
Centro de Investigación en Alimentación y Desarrollo A.C. Unidad Delicias. Ave. 4ª Sur, 3820. Delicias (Chihuahua). México.  
Dirección electrónica del autor de correspondencia: vguerrero@uach.mx.  
Adscripción actual del autor de correspondencia: Facultad de Ciencias Agrotecnológicas, Universidad Autónoma de Chihuahua,  
Campus Cuauhtémoc, Chih. Av. Presa La Amistad # 2015, Cuauhtémoc, Chih. C. P. 31510 Tel. 01(625)581-06-47  
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Proteína inhibidora de la poligalacturonasa en manzana mexicana (Malus domestica Borkh)  
Introducción  
os vegetales presentan diferentes mecanismos de defensa contra el ataque de los  
fitopatógenos. Uno de estos mecanismos es la barrera física que representa la pared celular,  
L
compuesta por un complejo de polisacáridos y proteínas estructurales y que es el primer  
punto de defensa del tejido vegetal contra la invasión de patógenos.  
La pectina es el polisacárido estructural  
más abundante en la lámina media y pared  
celular primaria y está compuesta por polímeros  
del ácido D-galacturónico enlazados por grupos  
carboxilo con cationes divalentes como calcio  
y magnesio (González et al., 2007; Jurick II et  
al., 2009). Otro mecanismo es el relacionado  
con las poligalacturonasas (PG) y la proteína  
que las inhibe (PIPG). Las poligalacturonasas,  
que se encuentran en la membrana celular, son  
las enzimas responsables de la degradación de  
la pared celular en los tejidos vegetales y entran  
en acción de manera natural durante el periodo  
de maduración de la manzana, degradando las  
pectinas de la lámina media y de la pared celular  
y también son producidas por casi todos los  
hongos fitopatógenos durante la infección (Cook  
et al., 1999; De Lorenzo et al., 2001, Fish y  
Davis, 2004, Gomathi y Gnanamanickam, 2004,  
Protsenko et al., 2010,). Las PG rompen los  
enlaces glucosídicos -1,4 entre los residuos  
adyacentes de ácido poligalacturónico (Niture,  
Shivashankar et al., 2010,Al-Obaidi et al., 2010).  
Los resultados de los trabajos efectuados en el  
presente trabajo, serán orientados al control de  
hongos fitopatógenos, como Penicillium  
expansum y Botrytis cinerea, en manzana en  
poscosecha. La hipótesis que se planteó fue:  
la proteína inhibidora de la poligalacturonasa  
está presente y activa en los tres cultivares  
evaluados, y el objetivo del presente trabajo fue  
identificar la presencia y actividad de la proteína  
inhibidora (PI) de la PG en manzana ‘Golden  
Delicious’, ‘RedChief Delicious’ y ‘Rome Beauty’  
en la región de Cuauhtémoc, Chihuahua.  
Materiales y métodos  
Cultivares y fechas de muestreo. Los frutos  
de manzana utilizados fueron cosechados de  
un huerto comercial localizado en la región de  
Cuauhtémoc, Chihuahua, México (28º 06’ Latitud  
N y 106º 58’ Longitud O). Se recolectaron 20  
frutos de cada uno de los tres principales  
cultivares de la región: ‘Golden Delicious’,  
2
008). Se ha encontrado actividad de esta  
enzima en tejido de manzana y pera inoculados  
con Penicillium spp. (Gomathi  
‘RedChief Delicious’ y ‘Rome Beauty’, los días  
1
7 y 25 de agosto y el 1, 8, 15, 22 y 29 de  
y
septiembre del 2009, excepto en ‘Rome Beauty’,  
en la que no se muestreó el 29 de septiembre,  
debido a que no había disponibilidad de fruta.  
La edad de los árboles fue de 15 años para los  
tres cultivares evaluados. El grado de madurez  
de los frutos al momento de los diferentes  
muestreos se indica en el Cuadro 1. Los frutos  
se cosecharon de cinco árboles, pizcando de  
la parte media de la copa de cada árbol.  
Gnanamanickam, 2004, Jurick II et al., 2009,  
Jurick II et al., 2010). Un gran número de frutos  
como manzana, pera, uva y naranja entre otros,  
poseen la capacidad de producir proteínas  
extracelulares que inhiben la actividad de las  
poligalacturonasas de manera natural (Stotz et  
al., 2000, De Lorenzo et al., 2001, Al-Obaidi et  
al., 2010). La identificación y cuantificación de  
la PIPG es necesaria como base para la  
obtención y purificación de estas glicoproteínas,  
para luego continuar con trabajos de  
identificación y obtención del gen o genes  
responsables de la producción de estas  
proteínas (Arendse,et al., 1999, Fish y Madihally,  
Índices de madurez de la manzana. En  
cada fecha de muestreo, a 10 manzanas se  
les determinó el diámetro ecuatorial y polar  
(mm), utilizando un vernier Cranston, el peso  
en g (balanza digital Ohaus), la firmeza de la  
pulpa, en N (analizador de textura TA-XT2i,  
2
004a, Fish y Davis, 2004b, Oelofse et al., 2006,  
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Proteína inhibidora de la poligalacturonasa en manzana mexicana (Malus domestica Borkh)  
Texture Technologies Corp. EUA. El émbolo  
utilizado fue de 11 mm de diámetro, con una  
penetración de 10 mm hacia el interior de la  
fruta), el contenido de sólidos solubles totales,  
ºBrix (refractómetro Atago ATC-1E, 0-32 ºBrix,  
Japón), el índice de almidón (se cuantificó  
mediante la tinción en una solución Lugol, yodo  
y yoduro de potasio, de una rodaja de pulpa de  
la fruta. La rodaja se dejó reposar dos minutos,  
se retiró de la solución y se dejó secar por 24  
horas, para posteriormente evaluar el  
resultado), la producción interna de etileno  
a 0 ºC. Se centrifugó el resuspendido a 15,000  
g durante 20 min y se retiró el sobrenadante  
(fracción II). Mediante un agitador de vórtice  
(Fisher Scientific Modelo 232, push tone), se  
combinaron las fracciones I y II. La mezcla de  
fracciones se dializó a 0 ºC mediante una  
membrana con tamaño de poro de 12000  
Daltons contra una solución de acetato de sodio  
(10 mM, pH 6.0) durante 12 h, con un cambio  
de solución buffer a las 6 h. Se utilizó 1 L de  
buffer para la diálisis. Se almacenó el dializado  
a 0 ºC, que fue utilizado posteriormente para el  
análisis de difusión radial (Stotz et al., 1993,  
Jurick II, et al. 2009, Jurick II et al., 2010).  
(cromatógrafo de gases Varian 3800, equipado  
con detector de ionización de flama (FID) y una  
columna empacada Haysep Q 1.8 m x 1/8" x 2  
mm, (EUA). La cantidad de gas que se le inyectó  
al cromatógrafo fue de 0.2 ml, teniendo como  
gas acarreador al Helio. La columna se  
encontraba en un rango de temperatura de 60-  
Análisis de difusión radial para la  
determinación de la actividad de la PG-PIPG.  
En cajas petri (15 x 100 mm) se adicionó un gel  
de agarosa, que fue preparado mezclando en 1  
L de acetato de sodio (100 mM con pH 5.0), 10  
g de agarosa, 0.1 g de ácido poligalactourónico  
90 ºC) y el color de la cáscara de la fruta en  
escala L, a y b (CIE, Commission Internationale  
d’Eclairage, L*, a* y b*, utilizando un colorímetro  
triestímulo Minolta CR300, Japón),  
transformando los valores de a y b a tono (hue,  
(SIGMA), 3.7 g de Na EDTAy 0.2 g de azida de  
2
sodio, llevando la mezcla a ebullición. En el gel  
de agarosa en cada caja, se hicieron, con un  
sacabocados, cuatro pozos de 2 mm de  
diámetro cada uno, distribuidos uniformemente,  
con orientaciones norte, sur, este y oeste.  
°
h, °h=arco tan b*/a*) y a croma (chroma, C,  
2 2  
C= a* +b* ). Para los índices de madurez no  
destructivos se utilizaron frutos completos.  
Se preparó una solución testigo de  
poligalacturonasa (PG, 9032-75-11, SIGMA)  
mezclando 0.03 Unidades de la enzima con  
buffer de acetato de sodio (100 mM, pH 5.0).  
Para evaluar la actividad de la PG-PIPG, se  
mezcló cada muestra obtenida del dializado de  
manzana con la solución de PG en proporción  
1:1. De esta mezcla, se adicionaron 20 L en  
cada uno de los tres pozos en el gel de agarosa.  
Se utilizó como testigo en el cuarto pozo, una  
mezcla de 0.03 unidades de la enzima con  
buffer de acetato de sodio 100 mM pH 5.0. Cada  
muestra se realizó por triplicado con tres  
repeticiones cada una. Una vez colocadas las  
soluciones en los pozos, en las cajas petri con  
el gel de agarosa, éstas se sellaron con  
parafilm, para ser colocadas dentro de una bolsa  
de plástico con toallas de papel húmedas para  
evitar la deshidratación, y se incubaron a 40 ºC  
durante 20 h. Después de la incubación, se  
detuvo la actividad de la PG adicionando al gel  
Obtención del extracto crudo para  
determinar la actividad de la PIPG. De las frutas  
muestreadas en cada fecha, se obtuvo una  
muestra representativa de 250 g de pulpa,  
obteniendo 25 g de pulpa de cada uno de 10  
frutos, que se congeló inmediatamente en  
nitrógeno líquido y se almacenó a una  
temperatura de –80 ºC para su posterior análisis  
enzimático. Se homogenizó 0.5 g de muestra  
de pulpa de manzana con 0.5 mL de buffer de  
acetato de sodio (1M de acetato de sodio, pH  
6
1
.0, ácido acético 1M, 5.84 g de cloruro de sodio,  
g de polivinilpirrolidona, PM 40,000 y 0.2 g de  
bisulfito de sodio). Se agitó la muestra durante  
hr en hielo (~ 0 °C). La mezcla se centrifugó  
Eppendorf centrifuge 5417 C) durante 20 min  
a 15,000 g. Se almacenó el sobrenadante  
fracción I) a 0 ºC hasta su uso. Se resuspendió  
1
(
(
el precipitado de la fracción I en 1 mL del buffer  
de acetato de sodio, agitando durante una hora  
1
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VÍCTOR MANUEL GUERRERO-PRIETO, DAVID IGNACIO BERLANGA-REYES, PAUL BARUK ZAMUDIO FLORES Y ESTEBAN SÁNCHEZ-CHÁVEZ:  
Proteína inhibidora de la poligalacturonasa en manzana mexicana (Malus domestica Borkh)  
HCl (0.1 N) por 30 s y se enjuagó con agua  
destilada. Para su tinción, sobre el gel de agarosa  
se agregaron ~20 ml de una solución de rojo  
rutenio (al 1%), dejando reposar durante una  
hora. Posteriormente, se hicieron dos enjuagues  
con agua destilada para eliminar el colorante.  
Finalmente, se determinó la actividad de la PG  
midiendo el diámetro del halo sin teñir en cada  
uno de los pozos con las muestras. La actividad  
de la PG es proporcional al log del diámetro del  
halo (Dingle et al., 1953,Abu-Goukh et al., 1983).  
Para transformar mm de diámetro del halo de  
inhibición a Unidades de actividad de la PG, se  
generada con concentraciones conocidas (2.5,  
5.0, 7.5 y 10.0 μg/μl, albúmina de suero de bovino  
(Bio-Rad) , en buffer de acetato de sodio. Todas  
las muestras se realizaron por triplicado.  
Diseño experimental y análisis estadístico.  
Los datos se analizaron bajo un diseño  
completamente al azar. Todas las muestras se  
realizaron por triplicado. La unidad experimental  
fue un fruto en los índices de madurez. Se  
realizaron análisis de varianza para la actividad  
de la PG-PGIP en Unidades de enzima y para  
-1  
proteínas totales en g·g en peso fresco. El  
testigo para la actividad de la PG-PIPG fue el  
tratamiento en el que se aplicó una concentración  
de 0.03 unidades de PG con buffer de acetato  
de sodio 100 mM pH 5.0, tratamiento contra el  
que se compararon los resultados de la actividad  
de la PG-PIPG. Para el resto de las variables, el  
análisis de varianza se realizó en las unidades  
correspondientes a cada variable analizada.  
Cuando se detectó diferencias estadísticas, las  
medias de tratamientos se separaron con la  
prueba de Tukey (= 0.05).  
utilizó la siguiente ecuación; Y= 2.1107X + 2.5041  
2
(
r = 0.96), donde Y= a Unidades de la PG; X=  
valor del diámetro del halo de inhibición.  
Determinación de proteínas totales en el  
extracto crudo. Se colocaron 5 g de pulpa de  
cada una de las muestras de manzana,  
previamente macerada en mortero, en tubos  
eppendorf de 2 mL de capacidad. Los tubos se  
mantuvieron constantemente a 4 ºC. Se agregó  
1
mL de acetato de sodio (50 mM, pH 5.0) a la  
pulpa. Se centrifugaron durante 15 min a 10000  
g. Se filtró con papel filtro y se retiró el  
precipitado. Al sobrenadante se le adicionó  
acetona concentrada en una proporción 1:1.  
Las muestras se pasaron a un ultra congelador  
para bajar la temperatura a –20 ºC. Se  
centrifugaron nuevamente a 12000 g durante 30  
min. El sobrenadante se retiró para enjuagar el  
precipitado dos veces con acetona al 70%, para  
posteriormente agregar 2 mL de buffer de  
acetato de sodio (50 mM, pH 5.0). Se agitaron  
las muestras durante 15 s mediante agitador  
de vórtice. De cada solución, 800 L se  
mezclaron con 200 L de reactivo de Bradford.  
Se agitaron por 30 s y se pasaron a una cuveta  
de 1.5 mL de capacidad para la determinación  
de su absorbancia a 595 nm mediante un  
espectrofotómetro (Cary 1E UV-visible, EUA),  
Resultados y Discusión  
La evolución del proceso de maduración de  
las manzanas de los tres cultivares evaluados,  
se muestra en el Cuadro 1, en relación a los  
índices de madurez evaluados. Las manzanas  
‘Golden Delicious’ desarrollaron el menor tamaño  
de los tres cultivares evaluados, generando con  
esto el menor peso también. Al final de los  
muestreos, los frutos presentaron menos firmeza  
que los otros dos cultivares; sin embargo, este  
cultivar presentó el mayor valor de grados Brix y  
la producción interna de etileno inició a registrarse  
hasta el día 15 de septiembre, 2009 (fruta  
fisiológicamente madura).  
Las manzanas del cultivar ‘RedChief  
Delicious’ mostraron valores intermedios en los  
índices de madurez, ya que alcanzaron un  
tamaño y peso menor que ‘Rome Beauty’ (Cuadro  
1), pero mayor que ‘Golden Delicious’, también  
la firmeza y los ° Brix fueron intermedios. La  
presencia de etileno se detectó al día 8 de sep  
2009 (fruta fisiológicamente inmadura).  
(Bradford, 1976). Para la determinación de la  
concentración de proteínas totales en las  
muestras, se calcularon los resultados  
2
mediante la ecuación y = 0.056x + 0.004 (R =  
0.99), donde Y= Proteínas totales; X= valor de  
la muestra a calcular. Esta ecuación fue  
1
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Proteína inhibidora de la poligalacturonasa en manzana mexicana (Malus domestica Borkh)  
Los resultados para los índices de madurez  
para manzanas ‘Rome Beauty’, indican que el  
tamaño y peso fue mayor que los otros cultivares,  
también la firmeza; sin embargo, fue el que  
obtuvo menor cantidad de ° Brix. La presencia  
de etileno no se detectó en ningún muestreo,  
aunque el último muestreo no se realizó, debido  
a la ausencia de fruta. Los resultados de los  
índices de madurez evaluados, en los tres  
cultivares, indican el proceso normal de la  
maduración, con aumentos y disminuciones en  
los índices correspondientes, por ejemplo los  
valores de la firmeza de la pulpa disminuyen  
durante el ciclo y los grados Brix aumentan en el  
mismo periodo.  
El contenido de proteínas totales en cada  
cultivar durante el periodo de los muestreos se  
muestra en el Cuadro 2.  
Cuadro 1. Índices de madurez en manzanas ‘Golden Delicious’, ‘RedChief Delicious’ y ‘Rome Beauty’ en las diferentes fechas de  
muestreo. 2009.  
1
7 ago  
25 ago  
C2  
1 sep  
C2  
8 sep  
C2  
15 sep  
C2  
22 sep  
C2  
29 sep  
C2  
Parámetro  
C1  
C2  
C3  
C1  
C3  
C1  
C3  
C1  
C3  
C1  
C3  
C1  
C3  
C1  
C3  
Diámetro ecuatorial 66.3 70.0 72.9 67.4 69.8 72.6 69.0 70.6 74.8 69.9 71.7 76.7 68.9 73.8 75.9 67.5 75.1 79.5 70.5 74.9  
mm) (2.0) (3.2) (4.3) (3.7) (3.9) (3) (2.9) (2.5) (3.1) (5.8) (2.5) (3.8) (3.5) (3) (1.1) (1.8) (3) (3.8) (3.2) (3.6)  
-
(
6
7.7 69.9 71.2 71.1 68.2 70.1 71.2 69.9 71.4 70.3 70.6 73.3 71.5 72.9 73.7 68.0 73.7 73.7 72.9 75.6  
Diámetro polar (mm)  
Peso (g)  
-
-
-
-
-
-
-
-
-
(2.7) (2.7) (3.9) (3.0) (2.4) (2.4) (3.4) (3) (3.5) (5.3) (2) (3.6) (3.1) (4.3) (3.9) (2.1) (2.6) (3.5) (7.3) (4.1)  
128.8 149.8 158.8 148.8 144.6 156.4 151.1 154.3 169 157.3 159.9 173.2 153.5 174 178.8 131.3 187.3 198.1 159.7 196.1  
(13) (16) (22.2) (17) (17.7) (17.5) (20.3) (16.5) (16.9) (19.8) (15) (22.8) (18.7) (22.2) (18.8) (9.0) (18.8) (27.9) (15.5) (27.9)  
70.3 72.8 104.3 65.1 73.5 93.4 65.0 69.7 92 61.0 69.1 91.2 61.9 65.9 88.3 61.2 66.7 78.1 62.0 66.4  
Firmeza (N)  
(3.1) (4.3) (7.1) (3.3) (6.4) (6.6) (4.1) (3.6) (11.3) (2.3) (4.0) (11.3) (3.5) (2.4) (7.3) (1.9) (5.5) (5.3) (4.8) (5.7)  
Sólidos Solubles  
11.7 10.4 10.4 11.3 12.4 10.9 12.1 11.3 11.6 12 12 11.6 12.6 12.2 12.1 14.2 12.7 12.6 16.1 13.2  
(0.9) (0.6) (0.5) (1.0) (0.6) (0.6) (0.7) (1.2) (0.9) (1.0) (0.6) (0.5) (1.0) (1.2) (0.5) (1.0) (1.1) (0.5) (0.9) (1.0)  
.4 1.4 1.3 4.4 1.6 1.6 4.8 1.6 1.9 4.8 2.8 1.7 5.6 2.6 2.6 3.4 4.6 3.8  
(0.7) (0.7) (0.4) (0.9)  
(º Brix)  
2
3
5
Índice de almidón  
Etileno (ppm)  
L
(0.9) (0.3) (0.3) (0.5) (0.3) (0.4) (0.6) (0.2) (0.2) (0.4) (0.4) (0.5) (0.5) (0.8) (0.5) (0)  
7
.3  
2.7  
(8.0) (3.3)  
1.7  
0.04 12.2 2.2  
0 (0)  
(0.1) (28.7) (1.9) (19.2)  
17.3  
0 (0) 0 (0) 0 (0) 0 (0) 0 (0) 0 (0) 0 (0) 0 (0) 0 (0) 0 (0)  
0 (0)  
0 (0)  
(
21.5)  
71.4 41.4 47.7 69.6 39.3 45.8 70.3 37.8 42 70.2 37.8 40.7 71.3 36.2 42.9 74.2 38.5 41.3 77.4 35.8  
(1.3) (2.3) (3.2) (1.5) (2.6) (2.4) (1.0) (1.6) (1.4) (1.1) (1.6) (1.1) (1.1) (1.9) (3.2) (1.8) (2.1) (3.6) (1.0) (1.4)  
41.9 21 22.3 41.8 21.7 24.2 41.9 19.1 23.3 40.5 18.2 21.9 40.6 17.3 24.8 41.2  
19  
(4)  
23.1 43.2 16.3  
(1.6) (1.3) (3.5)  
Chroma (C)  
Hue (°h)  
(1.2) (21) (1.8) (0.6) (2.0) (1.1) (1.4) (1.5) (1.8) (0.7) (4.6) (2) (0.8) (2.7) (1.4) (1.1)  
114.5 22.2 51.9 115.4 14.4 41.7 113.5 9.1 24.5 113.5  
8
21.7 111.5 5.2 26.5 111.6 44.9 19.9 105.1 145.2  
(1.3) (5.2) (14.5) (0.7) (4.9) (11.2) (1.3) (3.7) (3.8) (0.8) (4.8) (3.4) (1.9) (4.7) (10.7) (2.2) (109.8) (10.7) (2.6) (179.8)  
C1 = ‘Golden Delicious’. C2 = ‘RedChief Delicious’. C3 = ‘Rome Beauty’. C3. () Desviación estándar. Sept. 29, no se dispuso de fruta  
para el muestreo.  
Cuadro 2. Contenido de proteínas totales en pulpa de manzanas  
Cuadro 3. Actividad de la PG-PIPG en gel de agarosa, para tres  
en los cultivares y fechas indicados. 2009.  
cultivares de manzana. 2009.  
-1  
.g de peso fresco)  
Unidades*  
Proteínas totales (g  
Fecha  
Fecha  
´Golden Delicious´ ´RedChief Delicious´ ´Rome Beauty´  
´Golden Delicious´ ´RedChief Delicious´ ´Rome Beauty´  
1
7 agosto  
1.96 ns  
1.00  
3.06  
0.56  
2.06  
0**  
1.76 ab*  
2.56 a  
0**  
0.92 ns  
0.82  
2.14  
0.96  
0.96  
0.32  
***  
17 agosto  
0.9 b **  
1.91 c  
0.59 b  
3.16 b  
0.86 b  
0.00 bc  
4.14 c  
1.04 b **  
0.71 b  
0.00 b  
2.31 b  
3.21 b  
2.59 b  
2.01 b  
1.86 b**  
2.26 c  
0.82 b  
1.82 b  
1.92 c  
5.81 c  
***  
2
1
8
5 agosto  
25 agosto  
septiembre  
septiembre  
1 septiembre  
8 septiembre  
15 septiembre  
22 septiembre  
29 septiembre  
0.80 ab  
0.58 ab  
0.74 ab  
0.96 ab  
15 septiembre  
2
2 septiembre  
9 septiembre  
2
0.46  
*
Medias con distinta letra en la misma columna, son  
estadísticamente diferentes al 5% por Tukey.  
* No hubo lectura  
*U = cantidad liberada de azúcar reductor medido como Ácido  
D-galacturónico, a partir del Ácido Poligalacturónico por minuto  
a un pH de 5.0 a 30 °C  
**Medias con diferente letra, en la misma columna, son  
estadísticamente diferentes al 5% por Tukey.  
*
*
**No se dispuso de muestra para esta determinación.  
***No se dispuso de muestra para esta determinación.  
1
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• Vol. V, No. 3 • Septiembre-Diciembre 2011 •  
VÍCTOR MANUEL GUERRERO-PRIETO, DAVID IGNACIO BERLANGA-REYES, PAUL BARUK ZAMUDIO FLORES Y ESTEBAN SÁNCHEZ-CHÁVEZ:  
Proteína inhibidora de la poligalacturonasa en manzana mexicana (Malus domestica Borkh)  
La actividad de la PG, y por lo tanto la  
actividad de la PIPG (debido a la metodología  
utilizada, que determina ambas actividades  
simultáneamente), se presenta en el Cuadro 3.  
Los valores que corresponden al testigo, 49.19  
U, no se incluyen en el Cuadro 3, debido a que  
en cada fecha de muestreo los valores fueron  
prácticamente iguales, al utilizar la misma  
concentración conocida de PG como testigo en  
cada muestreo. El valor del testigo, 49.19 tiene  
la literal a, en la comparación de medias, en  
cada cultivar. El comportamiento de la actividad  
de la PG-PIPG fue similar en los tres cultivares,  
con mayores valores para el cultivar ´RedChief  
Delicious´. La cantidad de proteínas totales para  
cada cultivar fue variable durante el periodo  
muestreado, conservándose en el intervalo ente  
De Lorenzo et al., 2001, Gomathi y  
Gnanamanickam, 2004). No se observó  
diferencia estadísticamente significativa entre  
las fechas de muestreo.  
Conclusiones  
La actividad de la PG-PIPG estuvo presente  
durante todo el periodo de maduración, con  
mayor actividad en el mes de septiembre, en  
los tres cultivares, con diferentes  
concentraciones y en diferentes fechas, en  
cada caso. La presencia de la PIPG puede  
representar una estrategia de defensa contra  
hongos fitopatogenos en los cultivares de  
manzana evaluados.  
Agradecimientos  
-
1
0
y 3 g·g por peso fresco. Para el cultivar  
Al Sr. Emilio Rentería Torres (Frigoríficos  
´Golden Delicious´, la actividad de la PG-PIPG  
«Arroyo Seco» y Empacadoras «El Cascabel»,  
varió de 0.90 U al inicio de los muestreos y 4.14  
U al final de los mismos. Para ´RedChief  
Delicious´ los valores de la actividad de PG-  
PIPG fueron mayores que en los otros dos  
cultivares evaluados, el intervalo de actividad se  
situó en 3.21 U como actividad máxima hasta  
Cuauhtémoc, Chih.) por su valiosa colaboración  
al proporcionarnos la manzana necesaria para  
realizar esta investigación.  
Literatura citada  
ABU-GOUKH, A. A., L. L. Strand, and J. M. Labavitch. 1983.  
Development-related changes in decay susceptibility and  
polygalacturonase inhibitor content of «Bartlett» pear fruit.  
Physiological Plant Pathology 23:101-109.  
AL-OBAIDI, J. R., Mohd –Yusuf, Y., Chin-Chong, T., Mhd-Noh, N.,  
and Toman, R. Y. 2010. Identification of a partial oil palm  
polygalacturonase inhibiting protein (EgPGIP) gene and its  
expresión during basal stem rot infection caused by  
Ganoderma boninense. African Journal of Biotechnology Vol.  
9(46), pp. 7788-7797.  
2.01 U al final de los muestreos. ´Rome Beauty´  
presentó una variación en la actividad de PG-  
PIPG de 1.86 U al inicio de la maduración y una  
actividad en el último muestreo con 5.81 U. La  
mayor actividad se presentó en el mes de  
septiembre, para los tres cultivares evaluados.  
En ´Rome Beauty´, el contenido de  
proteínas totales, presentó la tendencia de  
disminución, como la disminución presentada  
para la PG-PIPG, debido a que la fruta ya  
presentaba un estado de maduración más  
avanzado que al inicio de los muestreos. Al  
comparar la actividad de la PG-PIPG del testigo  
en todas las fechas de muestreo, se observó  
una reducción significativa de la actividad de la  
PG en el tejido de la manzana en los tres  
cultivares evaluados. Estos resultados indican  
la presencia de la PIPG en los tres cultivares  
evaluados. La presencia de la PIPG también se  
ha reportado en otros frutos, de manera natural  
y como respuesta al ataque de patógenos (Cook  
et al., 1999, Yao et al., 1999, Stotz et al., 2000,  
ARENDSE, M. S., I. A. Dubery, and D. K. Berger. 1999. Isolation by  
PCR-based methods of a plant antifungal polygalacturonase-  
inhibiting protein gene. Electronic Journal of Biotechnology  
Vol.2 No.3 17-34  
BRADFORD, M. 1976. A rapid and sensitive method for the  
quantization microgram quantities of protein utilizing the  
principle of protein - dye binding. Annals of Biochemistry 72:  
2
48-254.  
COOK, B. J., R. P. Clay, C. W. Bergmann, P. Alberheim, and A. G.  
Darvill. 1999. Fungal polygalacturonases exhibit different  
substrate degradation patterns and differ in their susceptibilities  
to polygalacturonase-inhibiting proteins. Molecular Plant-  
Microbe Interactions 12:703-711.  
DE LORENZO, G., R. D’Ovidio, and F. Cervone. 2001. The role of  
polygalacturonase-inhibiting proteins (PGIPs) in defense  
against pathogenic fungi. Annual Review Phytopathology  
39:313-35.  
DINGLE, J., W. W. Reid, and G. L. Solomons. 1953. The enzymatic  
degradation of pectin and other polysaccharides II. Journal of  
the Science of Food and Agriculture. 4:149-155.  
1
45  
•
Vol. V, No. 3 • Septiembre-Diciembre 2011 •  
VÍCTOR MANUEL GUERRERO-PRIETO, DAVID IGNACIO BERLANGA-REYES, PAUL BARUK ZAMUDIO FLORES Y ESTEBAN SÁNCHEZ-CHÁVEZ:  
Proteína inhibidora de la poligalacturonasa en manzana mexicana (Malus domestica Borkh)  
FISH, W. W. and S. V. Madihally. 2004a. Modeling the Inhibitor  
Activity and Relative Binding Affinities in Enzyme-Inhibitor-  
Protein Systems:Application to Developmental Regulation in a  
PG-PGIP System. Biotechnology Programs 20, 721-727.  
FISH, W. W., and A. R. Davis. 2004b. The purification, physical/  
chemical characterization, and cDNA sequence of cantaloupe  
fruit polygalacturonase-inhibiting protein. Phytopathology  
OELOFSE, D., I. A. Dubery, R. Meyer, M. S. Arendse, I. Gazendam,  
and D. K. Berger. 2006. Apple polygalacturonase inhibiting  
protein1 expressed in transgenic tobacco inhibits  
polygalacturonases from fungal pathogens of apple and the  
anthracnose pathogen of lupins. Phytochemistry 67, 255–263.  
PROTSENKO, M. A., E. A. Bulantseva, and N. P. Korableva. 2010.  
Polygalacturonase-inhibiting proteins in plant fleshy fruits  
during their ripening and infections. Russian Journal of Plant  
Physiology 57(3):356-362.  
SHIVASHANKAR, S., C. Thimmareddy, and T. K. Roy, 2010.  
Polygalacturonase inhibitor protein from fruits of anthracnose  
resistant and susceptible varieties of chilli (Capsicum annuum  
L). Indian Journal of Biochemistry and Biophysics Vol. 47,  
94:337-344.  
GOMATHI, V., and S. S. Gnanamanickam. 2004. Polygalacturonase-  
inhibiting proteins in plant defence. Current Science, Vol. 87,  
NO. 9, 1211-1217.  
GONZÁLEZ,A., E. Cedillo, y L. Diaz. 2007. Morfología y anatomía de  
las plantas con flores. Publicaciones Universidad Autónoma  
de Chapingo. México. 275 p.  
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43-248.  
STOTZ, H. U., J. G. Bishop, C. W. Bergman, M. Koch, P.Albersheim,  
A. G. Darvill, and J. M. Labavitch. 2000. Identification of target  
amino acids that affect interactions of fungal  
polygalacturonases and their plant inhibitors. Physiological  
and Molecular Plant Pathology 56:117-130.  
STOTZ, H. U.,A. L. Powell, S. E. Damon, L. C. Greve,A. B. Bennett,  
and J. M. Labavitch. 1993. Molecular characterization of a  
Polygalacturonase Inhibitor from Pyrus communis L. cv.  
Bartlett. Plant Physiology 102:133-138.  
YAO, C. H., W. S. Conway, R. Ren, D. Smith, G. S. Ross, and C. E.  
Sams. 1999. Gene encoding polygalacturonase inhibitor in  
apple fruit is developmentally regulated and activated by  
wounding and fungal infection. Plant Molecular Biology  
JURICK II, W., I. Vico, J. L. Mc Evoy, B. D. Whitaker, W. Janisiewicz,  
and W. S. Conway. 2009. Isolation, purification, and  
characterization of a polygalacturonase produced in  
Penicillium solitum decayed ‘Golden Delicious’ apple fruit.  
Phytopathology 99:636-641.  
JURICK II, W., I. Vico, V. L. Gaskins, W. M. Garret, B. D. Whitaker,  
W. Janisiewicz, and W. S. Conway. 2010. Purification and  
biochemical characterization of polygalacturonase produced  
by Penicillium expansum-during postharvest decay of ‘Anjou’  
pear. Phytopathology 100:42-48.  
NITURE, S. K. 2008. Comparative biochemical and structural  
characterization of fungal polygalacturonases. Biologia 63:1-  
1
9.  
39:1231-1241.  
Este artículo es citado así:  
Guerrero-Prieto, V. M., D. I. Berlanga-Reyes, P. B. Zamudio-Flores y E. Sánchez-Chávez. 2011: Proteína  
inhibidora de la poligalacturonasa en manzana mexicana (Malus domestica Borkh). TECNOCIENCIA Chihuahua  
5(3): 140-147.  
1
46  
• Vol. V, No. 3 • Septiembre-Diciembre 2011 •  
VÍCTOR MANUEL GUERRERO-PRIETO, DAVID IGNACIO BERLANGA-REYES, PAUL BARUK ZAMUDIO FLORES Y ESTEBAN SÁNCHEZ-CHÁVEZ:  
Proteína inhibidora de la poligalacturonasa en manzana mexicana (Malus domestica Borkh)  
Resúmenes curriculares de autor y coautores  
VÍCTOR MANUEL GUERRERO PRIETO. Terminó su licenciatura en 1975, año en que le fue otorgado el título de Ingeniero Fruticultor por la  
ahora Facultad de CienciasAgrotecnológicas de la UACH. Realizó su posgrado en la Oregon State University en Corvallis, OR. EUA,  
donde obtuvo el grado de Master of Science en Horticultura en 1984 y el grado de Doctor en Ciencias en Agronomía por la New  
Mexico State University en la Cruces, N. M. EUA, en 1995. Desde este año 2011, se reincorporó a la FACIATEC en el Campus  
Cuauhtémoc, Chihuahua y posee la categoría de Profesor-InvestigadorATA. Ha sido miembro del Sistema Nacional de Investigadores  
desde 1986 a 1990 (Candidato a Investigador Nacional) y actualmente es Investigador Nacional Nivel I, desde el 2002. Su área de  
especialización es la fisiología vegetal y de poscosecha, así como el control biológico de enfermedades poscosecha utilizando  
microorganismos. Ha dirigido 14 tesis de licenciatura, 8 de maestría y 6 de doctorado. Es autor de 37 artículos científicos, más de  
6
7
0 ponencias en congresos, 1 libro y 2 capítulos de libro científicos; además ha impartido 9 conferencias por invitación y ha dirigido  
proyectos de investigación financiados por fuentes externas. Es evaluador RCEA de proyectos de investigación del CONACYT  
(Fondos institucionales, mixtos y sectoriales), Fundación Produce Chihuahua, es revisor del seguimiento de los Fondos sectoriales  
SAGARPA-CONACYT Y DEL CyTED, Madrid, España y es árbitro de 9 revistas científicas de circulación nacional e internacional.  
DAVID IGNACIO BERLANGA REYES. Terminó su licenciatura en 1992 en la Facultad de fruticultura, hoy Facultad de CienciasAgrotecnológicas,  
de la Universidad Autónoma de Chihuahua. Realizó un posgrado en el Colegio de Postgraduados, en Montecillo, Texcoco, Estado  
de México, donde obtuvo el grado de Maestro en Ciencias especialista en fruticultura en el año de 1996. De 1996 a 2003 se  
desempeñó como asesor de producción en huertos comerciales de manzana. Del 2003 a la fecha labora en el Centro de  
Investigación en Alimentación y Desarrollo, A.C. con el puesto de Técnico Titular “A”. Es catedrático en la Facultad de Ciencia  
Agrotecnológicas. Es especialista en Fisiología y Nutrición Vegetal y Fisiología Poscosecha. Ha dirigido 2 tesis de licenciatura. Es  
autor de 5 artículos científicos. Ha participado en 12 Congresos Nacionales e Internacionales. Ha dirigido 3 proyectos de investigación  
financiados por fuentes externas.  
PAUL BARUK ZAMUDIO FLORES. Realizó sus estudios de licenciatura en el Instituto Tecnológico de Acapulco, Acapulco, Guerrero,  
obteniendo en el título de Ingeniero Bioquímico en el año 2000. Terminó los estudios de Maestría en Ciencias en Desarrollo de  
Productos Bióticos en el Centro de Desarrollo de Productos Bióticos, perteneciente al Instituto Politécnico Nacional, en Yautepec,  
Morelos, en el 2005. En el año 2008 recibió el grado de Doctor en Ciencias en Desarrollo de Productos Bióticos por Centro de  
Desarrollo de Productos Bióticos del Instituto Politécnico Nacional, Yautepec, Morelos. Durante su trayectoria académica ha  
obtenido múltiples reconocimientos por alto desempeño académico. Ha sido distinguido por el Sistema Nacional de Investigadores  
(S.N.I.) del Conacyt como Investigador Nacional Nivel 1. Ha tenido una importante productividad científica, que incluye la publicación  
de artículos científicos en journals internacionales, así como la publicación de diversos artículos de divulgación. Actualmente es  
Investigador del Centro de Investigación en Alimentación y Desarrollo, A.C. (CIAD) Unidad Cuauhtémoc, donde es responsable de  
laboratorio de Carbohidratos, empaques y alimentos funcionales. Su área de investigación se enfoca en Carbohidratos, empaques  
y alimentos funcionales.  
ESTEBAN SÁNCHEZ CHÁVEZ. Realizó sus estudios de licenciatura en la UniversidadAutónoma Chapingo (Chapingo), obteniendo en 1992  
el título de IngenieroAgrónomo especialista en Fitotecnia. Terminó su programa de maestría en la Facultad de CienciasAgrotecnológicas  
de la Universidad Autónoma de Chihuahua (UACH), otorgándosele en 1996 el grado de Maestro en Ciencias, con especialidad en  
Productividad Frutícola. En el año de 2006, recibió el grado de Doctor en Ciencias especialidad Fisiología Vegetal por la Universidad  
de Granada (España). Actualmente es Investigador Titular y Coordinador del Centro de Investigación en Alimentación y Desarrollo,  
A.C. (CIAD) Unidad Delicias-Chihuahua, es miembro de comités editoriales de varias revistas y ha sido distinguido por el Sistema  
Nacional de Investigadores del CONACYT (S.N.I.) como Investigador Nacional Nivel 2; su productividad científica ha sido muy  
prolífica, ya que incluye la publicación de artículos científicos, libros, capítulos de libros, participación como ponente en congresos  
científicos nacionales e internacionales. Las principales áreas de su investigación son: fisiología del estrés en plantas, nutrición  
vegetal y fisiología postcosecha.  
1
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Vol. V, No. 3 • Septiembre-Diciembre 2011 •